MANUAL DE TOMA MUESTRAS

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LABPRO Página 1 INDICE 1. Introducción 2. Objetivo 3. Alcance 4. Definiciones 5. Referencias

6. Tomas de muestras LABPRO

7. Instrucciones recepción e ingreso de pacientes

8. Instr. Citación, Identificación del Paciente y Toma de Muestras 9. Instrucciones Identificación de las Muestras

10. Instrucciones Toma de Muestras a. Extracción de sangre venosa b. Obtención de muestras de orina c. Muestras microbiológicas

d. Exámenes de hematología y coagulación e. Exámenes de bioquímica y hormonas f. Detección drogas de abuso

g. Papanicolao

11. Cuadro resumen contenedores exámenes 12. Instrucciones transporte de las muestras 13. Instrucciones recepción de las muestras 14. Instrucciones muestras urgentes

15. Instrucciones solicitud de exámenes adicionales 16. Instrucciones almacenamiento de las muestras 17. Nómina exámenes subcontratados

18. ANEXO 1 Instrucciones Hemorragias ocultas 19. ANEXO 2 Instr. Rec. Orina 24 horas

20. ANEXO 3 Instr. Ex. Parasitologico seriado de dep. 21. ANEXO 4 Instr. Test de Graham

22. ANEXO 5 Instr. Hidroxiprolina 23. ANEXO 6 Instr. Espermiograma 24. ANEXO 7 Instr. Catecolaminas

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LABPRO Página 2 25. ANEXO 8 Instr. Metanefrinas

26. ANEXO 9 Form. Envio de muestras 27. ANEXO 10 Consentimiento VIH 28. ANEXO 11 Cadena custodia drogas 29. ANEXO 12 Instr. Frotis hemogramas 30. ANEXO 13 Instr. Carga de glucosa

31. ANEXO 14 Instr. Orina pacientes sexo femenino 32. ANEXO 15 Instr. Orina pacientes sexo masculino 33. ANEXO 16 Listado de exámenes.

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LABPRO Página 3

1.- INTRODUCCION

LABORATORIO CLINICO PROVIDENCIA LTDA, comprometido en brindar el mejor y más

oportuno servicio de apoyo al diagnóstico y manejo clínico de sus pacientes, pone a su disposición el presente Manual de Toma de Muestras con el propósito de establecer el marco teórico-práctico que debe regir a todos los procedimientos involucrados en la fase pre-analítica, para garantizar la máxima calidad y cumplir con las expectativas y necesidades de nuestros pacientes

Nuestro Laboratorio cuenta con tecnología de última generación, un equipo de profesionales altamente motivado y técnicamente competente para satisfacer la demanda clínica, y por sobre todo, ofrece su mejor disposición para que cada determinación de laboratorio que se realice, alcance la mayor correlación clínica-laboratorio.

Finalmente , el Director Técnico esta permanentemente a disposición de los Médicos , para colaborar en el diagnostico e interpretación de la pruebas de laboratorio y asesorar, si se requiere, en la toma de decisiones en situaciones clínicamente complicadas, para otorgar a nuestros pacientes la mejor oportunidad en el diagnostico, tratamiento y control evolutivo de su situación clínica.

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LABPRO Página 4

2 OBJETIVO

El objetivo de este Manual es contar con una referencia normalizada de todas las acciones que intervienen en la etapa pre-analitica de los examenes de laboratorio, para garantizar resultados confiables, oportunos, trazables y representativos.

3 ALCANCE

Este Manual de aplica a todas las unidades de toma de muestras de LABPRO.

4 DEFINICIONES

- Laboratorio Clínico procesador: Es el laboratorio que analiza las muestras de diagnóstico procedentes de las distintas salas de toma de muestras.

- Muestra: Cualquier material humano, incluyendo, entre otros, secreciones, sangre y sus componentes, fluidos corporales y tejidos a los cuales se les pueda efectuar exámenes de laboratorio.

- Estabilidad de la Muestra: Capacidad de una muestra, cuando se mantiene en unas condiciones adecuadas, de mantener los valores de sus analitos o componentes lo más cercano a sus valores reales originales.

- Sala de Toma de Muestras: Espacio físico donde los profesionales de salud realizan tareas de obtención, recepción e identificación de muestras biológicas humanas. En este manual de distinguen:

- Sala de Toma de Muestra Interna: Ubicadas en las dependencias propias de LABPRO,

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LABPRO Página 5 - Sala de Toma de Muestras Externa: Pertenecientes a unidades dentro de servicios

clínicos o centros médicos, en que personal externo a LABPRO realiza el proceso de toma de muestras de acuerdo a lo especificado en este Manual y la legislación vigente. - Tomadoras de muestras: Personal instruido y competente para realizar la

toma de muestras de distintos tipos y para distintas clases de examenes, con título profesional de Técnico en Enfermería o Laboratorio Clínico.

- Instructivo de Toma de Muestras: Documento claro y conciso que normaliza los

pasos a seguir en la actividad de Toma de Muestras, según las caractersticas de cada una.

- Recipiente Primario: Contenedor adecuado (tubo, frasco, etc.,) donde se deposita directamente la muestra biológica a analizar.

- Recipiente Secundario: Contenedor adecuado que permite transportar uno o más recipientes primarios. En nuestro laboratorio corresponde a gradillas y bolsas plásticas.

- Recipiente Terciario: Contenedor adecuado que permite transportar uno o más recipientes secundarios. En nuestro laboratorio corresponde a cajas refrigeradas.

- Tiempo de Respuesta: Es el tiempo que transcurre desde que se recepciona una muestra en el laboratorio y entra en procesamiento, hasta que se emite el resultado de los examenes.

- Muestras Urgentes por Solicitud Medica:Son aquellas que requieren un resultado

inmediato para tomar decisiones terapeuticas urgentes.

- Muestras Urgentes por Caracteristicas del Proceso: Son aquellas muestras que, por las

caracteristicas propias del analito a determinar o cuantificar, se deben procesar de inmediato.

- Valores Críticos o de Alerta: Corresponde a un resultado de exámenes que pueden representar un riesgo para la integridad del paciente.

- Alícuota: Volumen pequeño de muestra, que se separa de la muestra original para ser guardado en condiciones especiales, con el objeto de poder realizar estudios posteriores, en caso de ser requeridos y permite su trazabilidad a la muestra de origen.

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LABPRO Página 6 - Combrobante de Laboratorio: Registro impreso que permite el actual sistema

computacional de LABPRO al ingresar una solicitud de exámen.

- Director Técnico de Laboratorio: Es el profesional que tiene la competencia

necesaria para asumir la responsabilidadante la autoridad sanitaria, de la calidad de los analisis que se realizan en un laboratorio clínico, de acuerdo a la legislación vigente.

5 REFERENCIAS

a.- NCh 2547 Of. 2003/ISO 15189 Laboratorios Clínicos. Requisitos particulares para la calidad y la competencia.

b.- NCh 9000 – 2001. Fundamentos y Vocabulario.

c.- Requisitos de transporte de muestras de diagnóstico para garantizar la estabilidad de sus propiedades biológicas.. Generalitat de Catalunya. Departamento de Sanidad y Seguridad Social.

d.- Manual de toma de muestras para estudio bacteriológico, parasitológico y micológico. Departamento de Laboratorio Clínico repartición Microbiologia, Hospital de Clínicas Facultad de Medicina Montevideo – Uruguay 2004.

e.- Decreto 433 MINSAL

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6 TOMAS DE MUESTRAS LABPRO

Centro Medico Medicuba Salesianos 1178 San Miguel Centro Medico Trinidad Departamental 9000 PAC

Centro Medico 22 ½ Gr Avenida La Cisterna

Centro Medico Cimar Eliodoro Yañez Providencia

7 INSTRUCCIONES RECEPCION e INGRESO de PACIENTES

1.- El personal encargado de recibir al paciente en las dependencias de LABPRO debe saludar cordialmente al paciente, identificandose claramente con su nombre y apellido 2.- Solicite al paciente la orden de exámenes, verifique códigos y previsión, proceda a vender el bono y/o cobrar las prestaciones según corresponda. Solo ingrese las prestaciones claramente identificadas en la solicitud, no interprete la orden, si alguna prestación no esta claramente, consulte al médico solicitante, no ingrese prestaciones al sistema si no tiene la seguridad de lo solicitado.

3.- Si corresponde, le entregará al paciente los instructivos necesarios para la preparación de los examenes, que se encuentran al final de este Manual como Anexos. 4.- Informe al paciente el tiempo de espera para la obtención de resultado y como se puede acceder a ellos (retiro en la unidad de toma de muestras o vía Web si el servicio esta disponible en su sucursal).

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LABPRO Página 8 5.- Ingrese los datos al sistema informático del laboratorio, INFOLAB,agregando observaciones de hipótesis diagnóstica y los datos del médico solicitante que faciliten su contacto en caso de ser necesario.

6.- Solicite al paciente un número telefónico de contacto y el de su médico tratante. 7.- Agradesca al paciente su preferencia e indiquele que a continuación será llamado para la obtención de la muestra, en un tiempo no inferior a los 5 minutos para garantizar una óptima extracción.

8.- Si su unidad de toma de muestra no posee sistema informático del laboratorio, debe incluir toda esta informacion en la planilla para envío de muestras que le proporcionará el laboratorio, la que se adjunta como Anexo 9.

8 INSTRUCCIONES – CITACION – IDENTIFICACION DEL PACIENTE Y TOMA DE MUESTRA

1. Una vez ingresados los datos al sistema informático, personal de toma de muestras llamará al paciente a la unidad de toma de muestras.

2. Junto con saludar e identificarse, le preguntará al paciente su nombre para realizar una identificación activa del paciente, Si corresponde a VIH o Drogas de abuso, le solicitará además su cédula de identidad.

3. Una vez realizada la verificación, le explicará el procedimiento a efectuar para la obtención de la muestra (punción venosa, muestra de orina, etc.) y responderá las consultas sobre el procedimiento. Limitándose a su labor y cargo, sin emitir ningún comentario adicional.

4. Si corresponde, le solicitará al paciente el consentimiento informado en el caso de exámen de VIH o la Cadena de la Custodia en el caso de drogas de abuso, documentos que están disponibles en todas las unidades de toma de muestras LABPRO. Si el paciente es menor de edad, el apoderado deberá llenar estos instrumentos. Ambos instrumentos son de carácter obligatorio y sin ellos no se puede realizar la toma de muestra, ambos se detallan en el Anexo 10 y 11 respectivamente.

5. Prepare todo el material necesario para el procedimiento con anterioridad a la obtención de la muestra (previo a ligar al paciente)

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LABPRO Página 9 6. Previo a la extracción, consultar al paciente por horas de ayuno, si es un nivel plasmático, la dosis del fármaco; si está sometido a algún tratamiento médico y cualquier dato que pueda contribuir a la interpretación de los resultados. Además, consulte siempre por problemas previos en extracciones de sangre (lipotimia). Si la respuesta es afirmativa, obtenga la muestra con el paciente recostado en una camilla. 7. En pacientes menores de 12 años y mayores de 60, ademá de todo aquel paciente que

manifieste padecer diabetes o problemas metabólicos, si se les solicita determinación de glucosa, HOMA o perfil bioquímico, incluir siempre tubo gris (fluoruro).

8. En el caso de orina completa, sedimento y urocultivo, realizar el aseo previo a la obtención de la muestra. Si el paciente no accede, dejar constancia de esto en la sección observaciones del sistema informatico del laboratorio. Consultar al paciente si esta en tratamiento con antibióticos y consignar esta información en el sistema informático del laboratorio, sección observaciones de toma de muestra.

9. Si por alguna razón debe quedar pendiente la obtención de una de las muestras solicitadas (ej. Orina de 24 horas), dejar constancia de esto en la sección observaciones, especificando lo que queda pendiente, la fecha y el nombre de quien efectúa la observación.

10. En el caso de clearence de creatinina, la muestra de sangre debe ser obtenida con un maximo de 48 horas de diferencia con la muestra de orina, por lo que se suguiere realizar los exámenes de sangre el día en que el paciente lleva la muestra de orina al laboratorio y no antes para evitar confusiones. Incluir el peso y talla del paciente. 11. En el caso de antígeno prostático específico (PSA), el paciente debe tener una

abstinencia sexual de al menos 48 horas.

12. El tiempo de ayuno recomendado es de mínimo 8 horas y máximo 12 horas, en caso de tiempos diferentes, y si el paciente insiste en la realización de los exámenes, dejar constancia en sección observaciones.

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LABPRO Página 10 14. Para las solicitudes de curva de tolerancia a la glucosa, resistencia a la insulina o

pruebas post carga de glucosa, referirse a instrucciones detalladas en Anexo 13

15. Preocuparse de que el paciente no presente molestias antes de despedirlo de la toma de muestra y al hacerlo, agradecer su preferencia.

9 INSTRUCCIONES IDENTIFICACION DE LAS MUESTRAS

Una vez obtenida la muestra, rotular el o los contenedores en la presencia del paciente, si cuenta con el sistema informático del laboratorio, obtenga las etiquetas respectivas y rotule los contenedores, siempre de manera posterior a la obtención de la muestra.

Si no cuenta con el sistema informático del laboratorio, rotule los contenedores con el nombre y los dos apellidos del paciente, con letra clara, además de incluir la fecha de obtención de la muestra.

No olvide incluir cualquier dato que pueda contribuir a la interpretación de los resultados, además de consultar al paciente por el ayuno o cualquier otra información de utilidad.

En caso de urocultivo, consultar si esta en tratamiento con antibióticos por cualquier razón. Todos estos datos deben ser ingresados al sistema o registrados en la planilla de envío de muestras.

10 INSTRUCCIONES TOMA DE MUESTRAS 1. Extracción de Sangre

a.- Sangre Venosa

De acuerdo a las Normas Internacionales emitidas por el Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) vigentes en la actualidad, existen sólo dos formas de obtener sangre venosa de un paciente, estas son:

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LABPRO Página 11 I. La tradicional y disponible en todas las tomas de muestras de cualquier laboratorio, consiste en la extracción mediante jeringa, aguja, o mariposa para venopunción, usando contenedores que no poseen vacío en su interior. II. Muestra obtenida mediante sistema cerrado al vacío.

Las muestras deben obtenerse por uno u otro método, jamas debe mezclarse la

metodología, esto quiere decir, si no se dispone del sistema al vacío completo y solo

se tiene tubo al vacío, una vez obtenida la muestra, ésta debe vaciarse al tubo destapando primero éste y trasvasijando a través de las paredes como en el sistema tradicional.

Jamas debe trasvasijarse la muestra pinchando con aguja el tapón del tubo al vacío, el traspaso de muestra a través de aguja corriente es el más importante factor de hemolisis en las muestras.

Es imprescindible contar con todos los materiales e insumos necesarios para el procedimiento, previstos con anterioridad, las improvisaciones generan riesgos de bioseguridad y deterioran la calidad de atención a los pacientes.

Debe disponerse de guantes, tórulas, parche, agujas, jeringas, adaptador para sistema al vacío, contenedores en volumenes adecuados, ligadura, alcohol, lapiz o etiquetas para rotular las muestras una vez obtenidas, al lado del paciente.

A. Transmitir tranquilidad al paciente instruyéndole respecto al procedimiento a realizar, especialmente si se trata de jovenes o niños. Ante pacientes aprensivos o que manifiestan abierto temor se recomienda tomar muestras con el paciente acostado sobre camilla o en silla de respaldo reclinable.

Debe verificarse que el paciente no contiene ningún tipo de alimentos u objetos en su boca. Ante quejas o sensaciones puntuales de malestar por parte del paciente es importante acoger su planteamiento, la preservacion de la buena relación paciente – operador garantizará la buena calidad de la atención así como en casi todos los casos, impedirá la emisión de un reclamo o melestia mayor.

B. Verificar la adecuada condición técnica del material a utilizar, ligadura, tubos con anticoagulante visible, etc.

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LABPRO Página 12 C. Seleccionar el sitio de punción y proceder a limpiarlo. Utilizar alcohol de 70°, dejar evaporar antes de puncionar. Para determinación de alcohol en sangre, usar agua destilada para limpiar.

Jamas debe obtenerse muestras para análisis de laboratorio desde la misma extremidad por donde se pasa fleboclisis esta situación, siempre altera el valor predictivo de los exámenes por tanto, aún cuando sean realizados por el laboratorio, no serán útiles para el estudio o diagnostico clínico.

D. Orden exigido en la obtención de muestras. 1° Tubo sin aditivo (rojo/amarillo).

2° Tubo para exámenes de coagulación (celeste). 3° Tubos con aditivos (lila, verde, gris, etc.).

E. Sólo una vez obtenidas las muestras, identificarlas al lado del paciente. Se prohibe rotular o etiquetar los contenedores antes de obtener la muestra.

F. Luego de obtenidas las muestras, eliminar el material cortopunzante en los contenedores destinados para ello.

b.- SangreArterial (Gases Arteriales)

a) En el caso de necesitar una muestra de sangre arterial, este procedimiento sólo es realizado por las enfermeras encargadas de las tomas de muestras o personal debidamente autorizado por la dirección técnica.

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LABPRO Página 13 b) Detecte la ubicación de la arteria mediante la busqueda del pulso. Luego, realice la punción arterial. Al finalizar, comprima la zona por al menos 3 minutos para evitar la formación de hematomas. Utilce jeringa heparinizada y mantenga la muestra en cadena de frío. Envíe de inmediato a laboratorio para su procesamiento.

2.- Obtención de Muestras de Orina.

Orina completa, sedimento de orina u urocultivo.

a. La muestra idónea es la orina de segundo chorro, de la primera micción de la mañana, de lo contrario, se sugiere tomar una muestra con un mínimo de tres horas de retención.

b. Técnica en mujeres.

Este examen se realizará en la sala de baño de toma de muestras, donde se le entregará al paciente un frasco limpio y seco, y se aplicará el procedimiento.

Las instrucciones al paciente se incluyen en el anexo N° 6. Cuando el paciente no

pueda realizarlo, o solicite ayuda, personal del laboratorio realizará el aseo genital.

Material necesario:

- Gasas o tórulas estériles. - Jabón neutro.

- Recipiente e boca ancha con tapa rosca hermético y estéril.

Procedimiento:

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LABPRO Página 14 - Con guantes de procedimiento, separar los labios mayores, con una gasa o tórula empapadas en agua jabonosa (jabón neutro) lavar la vulva arrastrando siempre de adelante hacia atrás, en forma repetida (cambiar la tórula o gasa en cada arrastre). - Enjuagar cuidadosamentecon bastante agua para eliminar los restos de jabón.

Toma de Muestra:

- Abra cuidadosamente el frasco que se le ha entregado, sin tocar los bordes. - Elimine la primera parte de la micción (primer chorro).

- Recolecte la orina restante (2° chorro), llenando hasta la mitad del frasco. El frasco debe sujetarse para que no tome contacto con su pierna o ropa.

- Los dedos no deben tocar el borde del frasco ni su superficie interior.

- Tape cuidadosamente el frasco, y compruebe que quede bien cerrado, entréguelo a la persona que lo atendió.

- Utilice papel absorbente del dispensador para secar el frasco por fuera, en caso de que se haya mojado con orina.

- Lavarse las manos después de este procedimiento.

- Si requiere ayuda, solicite asistencia al personal de toma de muestras.

c. Técnica en hombres

Este examen se realizará en la sala de baño de la toma de muestras, donde s e le entregara al paciente un frasco limpio y seco y se le dará la instrucción.

Cuando el paciente no pueda realizarlo, o solicite ayuda, personal del laboratorio realizará el aseo genital.

- Gasas o tórulas de algodón. - Jabón neutro.

- Recipiente de boca ancha con tapa rosca hermético y estéril.

Procedimiento:

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LABPRO Página 15 - Retraer en forma suave el prepusio, limpiar el glande desde la uretra con jabón neutro. - Enjuagar cuidadosamente con bastante agua para eliminar los restos de jabón.

Toma de muestra:

- Abra cuidadossamente el frasco que se le ha entregado, sin tocar los bordes. - Mantenga el prepusio retraido durante todo el procedimiento.

- Comienze a orinar y elimine el primer chorro (+/- 10ml).

- Recolecte la orina restante (2° chorro), llenando hasta la mitad del frasco. El frasco debe sujetarse para que no tome contacto con su ropa o pierna.

- Los dedos no deben tocar el borde del frasco ni su superficie interior. - Tape cuidadosamente el frasco, y compruebe que quede bien cerrado.

- Utilice papel absorvente del dispensador para secar el frasco por fuera, en caso de que se haya mojado con orina.

d. Técnica en niños/niñas.

Personal del laboratorio realizará el aseo: realizar aseo genital con gasas o tórulas según lo descrito anteriormente.

- Gasas o tórulas de algodón. - Jabón neutro.

- Recipiente de boca ancha con tapa rosca hermético y estéril. - Recolectores plástico estériles.

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LABPRO Página 16

Procedimiento:

- Una vez realizado el aseo, secar prolijamente los genitales con toalla nova y colocar el recolector cuidando de no contaminarlo y que éste quede perfectamente adherido a la piel.

- Si el niño no orina al cabo de 30 minutos (sólo para urocultivo)debe cambiarse el recolector con el mismo procedimiento anterior, un máximo de dos veces, evaluar la posibilidad de un tercer recolector.

- Cuando el niño/a orina, debe retirarse el recolector inmediatamente y traspasar la muestra al interior de un frasco estéril. Tapar inmediatamente el frasco.

- Rotular el frasco con el nombre y dos apellidos del paciente. Si el envio no es inmediato, mantener muestra refrigerada a 4°C.

Orina de primera micción.

Indicada en estudio de infección por N. gonorrhoeae, Chlamydias y otras uretritis no gonocócicas.

Procedimiento:

- Si la muestra no corresponde a la primera orina matinal, esperar 3 a 4 horas sin micción para tomarla. No forzar diuresis.

- Realizar aseo genital según lo descrito.

- Depositar los primeros 10 a 20 ml de orina en frasco estéril - Rotular en el frasco que corresponde a orina de primera micción. - Transportar al laboratorio en forma inmediata.

+ Si no se ha solicitado cultivo de Neisseria gonorrhoeae (gonococo) la muestra debe mantenerse refrigerada a 4°C.

+ Si se solicita cultivo de Neisseria gonorrhoeae (gonococo) la muestra no debe refrigerarse.

PARA DETERMINACION BIOQUIMICAS CON ORINA AISLADA, OBTENER LA MUESTRA COMO SI FUERA ORINA DE SEGUNDO CHORRO.

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LABPRO Página 17 2 Muestras Microbiológicas.

a. Introducción.

El principal objetivo del estudio microbiológico es el aislamiento de los agentes causales de una probable infección y la orientación en el uso adecuado de antimicrobianos en el tratamiento del paciente.

Los agentes microbiológicos pierden rápidamente viabilidad al ser retirados del hábitat específico del huésped, por lo que se hace indispensable optimizar la conservación de la muestra y acortar al máximo el tiempo entre su recolección y la siembra que se realiza en el laboratorio.

Toda la información diagnóstica que el laboratorio de microbiología puede proporcionar, depende de la calidad de la muestra recibida. Por ello, una muestra sin la técnica adecuada o mal transportada determinará un posible fallo en la recuperación de los agentes patógenos, que puede inducir a errores diagnósticos, e incluso a un tratamiento inadecuado del paciente.

Recomendaciones generales:

• La toma de muestra debe realizarse en condiciones de máxima asepsia, evitando contaminaciones ambientales, del personal y del propio enfermo.

• Es muy importante realizar siempre un lavado de mano clínico adecuado antes y después de tomar una muestra.

• El personal que toma la muestra debe utilizar los elementos de protección personal (guantes, mascarilla desechable y antiparra) cuando haya riesgo de contacto con fluidos.

• La muestra debe transportarse en envases adecuados con cierres a prueba de derrames o fugas.

• La muestra debe etiquetarse con el nombre del paciente, el servicio solicitante, el tipo de muestra, y la fecha y hora de la recolección.

• Se debe tomar una cantidad de muestra adecuada a la petición y al número de exámenes solicitados. En ocaciones una escasa cantidad de muestra puede ser la causa de falsos negativos.

• El material destinado a cultivo no debe estar en contacto con sustancias desinfectantes o anestésicas, siempre que sea posible.

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• La muestra se debe recoger, siempre que sea posible,antes de iniciar cualquier terapia antimicrobiana.

• Se debe evitarel contacto de la muestracon flora bacteriana normal del paciente, con el objeto de asegurar que la muestra refleje lo mejor posible el agente causal de la infección.

• El envío al laboratorio de microbiología debe ser lo más rápido posiblecon objeto de asegurar la viabilidad de los microorganismos, evitar que proliferenlas bacteria que componen la flora normal y acortar el tiempo de contacto con sustancias inhibitorias utilizadas en la toma de muestra.

b. Procedimiento para realizar antisepsia de piel.

• Aplicación: La antisepsia de piel con alcohol y povidona yodada debe realizarse antes de

cualquier procedimiento de toma de muestra en que se rompa la barrera epidérmica (aspiración con jeringa, punciones diagnósticas, etc.). Esto es de principal importancia en la toma de muestras de hemocultivos, ya que la toma de muestras es el principal factor de contaminación con flora cutánea.

• Material necesario:

- Alcohol etílico o isopropílico al 70% - Povidona yodada

- Compresas estériles - Guantes estériles

- Guantes estériles y de procedimiento

• Técnica

- Con guantes de procedimiento, limpiar la zona con compresas estériles empapadas en alcohol, del centro hacia la periferia. Abarcar una zona de +/- 10 cm, alrededor de la zona a puncionar.

- Repetir la operación con povidona. Dejar secar por dos minutos para que la povidona ejerza su acción antiséptica (en pacientes con hipersensibilidad al yodo, utilizar alcohol dos veces consecutivas en lugar de povidona).

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LABPRO Página 19

c. Cultivo corriente. Incluye las siguientes muestras: 1. Muestras del tracto respiratorio superior

I. Faringo-Amigdalino.

- Material Necesario.

* Baja lengua

* Tórula de algodón con medio de transporte (Stuart o Amies) - Técnica.

* Bajo visión directa, con la ayuda del baja lengua, tocar con la tórula en faringe posterior y criptas tonsilares, especialmente las áreas con exudado, membranas o inflamación.

* No tocar nunca la mucosa oral, lengua o úvula.

* Introducir la tórula inmediatamente al medio de transporte. - Transporte y Conservación.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas. - Observaciones.

* En sospecha de difteria enviar porciones de membrana, una tórula faringea y una tórula nasofaringea.

* Especificar en la orden si se solicita cultivo de gonococo. * Especificar si el paciente es portador de fibrosis quística.

II. Nasal

* Tórula fina de algodón con medio de transporte (Stuart o Amies) * Suero fisiológico estéril.

- Técnica.

* Introducir suavemente una tórula fina +/-2cm en la nariz, en dirección paralela al piso nasal.

* Girar suavemente contra la mucosa de la superficie nasal, extraer la tórula e introducirla inmediatamente al medio detransporte.

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LABPRO Página 20 * Si se utiliza tórula de algodón, humedecer en suero fisiológico

estéril antes de introducir. - Transporte y Conservación.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas. - Observaciones.

* Los cultivos de exudados nasales NO deben ser utilizados para el diagnóstico etiológico de la sinusitis.

III. Aspirado Sinusal - Material Necesario.

* Tubo estéril sin aditivo (tapa roja) o frasco estéril.

* Frasco de anaerobiosis (Portagerm/Port F) si se solicita cultivo de anaerobios.

- Técnica.

* Aspiración.

- N° de muestras.

* Volumen mínimo 1 ml.

* En caso de solicitud de cultivo anaerobio transferir parte de la muestra al medio de transporte anaerobio (ver punto “c” cultivo de anaerobios).

- Transporte y conservación.

* Muestra en frasco sin medio de transporte: Transporte a temperatur a ambiente inmediato (15 minutos)

* Muestras en medio de transporte anaerobio: Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas

- Observaciones.

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LABPRO Página 21 IV Secreción Otica (Conducto auditivo externo).

* Tórula fina de algodón con medio de transporte Stuart o Amies. * Suero fisiologico estéril.

- Técnica.

* Limpieza del oído externo con una tórula humedecida en suero fisiológico estéril.

* Obtener la muestra rotando la tórula en el conducto auditivo. * Introducir la tórula inmediatamente al medio de transporte.

- Transporte y Conservación.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas. - Observaciones.

* Suele tratarse de muestras de mala calidad y en ningun caso resultan representativas de los microorganismos existentes en oído medio.

V. Secreción Otica (Timpanocentesis). - Material Necesario.

* Tubo estéril sin aditivo (tapa roja) o frasco estéril

* Tórula fina de algodón con medio de trnsporte Stuart o Amies, en caso que la membrana timpánica esté rota.

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LABPRO Página 22 - Técnica.

* Aspiración con jeringa por punción timpánica.

* Recolectar el fluido con la tórula en caso de membrana timpánica rota.

* Muestra sin medio de transporte: Transporte a temperatura ambiente inmediato ( 15 minutos).

* Muestra en medio de transporte: Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas.

- Observación.

* Procedimiento médico.

2. Muestras del tracto respiratorio inferior. I. Expectoración.

* Frasco estéril hermético de boca ancha. * Suero fisiológico estéril y nebulizador. - Técnica.

* Enjuagar la boca con agua destilada estéril o solución salina (evitar uso de pasta de dientes o enjuagues bucales comerciales).

* Obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal.

* Volumen: 2 a 10 ml.

* De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero fisiológico estéril (15 ml

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LABPRO Página 23 durante 10 minutos). Drenaje postural o kinesioterapia

respiratoria. - Transporte y Conservación.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación a 4°C hasta 24 horas.

* No útil para anaerobios. * El Laboratorio de Microbiología puede rechazar la muestra y

solicitar una nueva si la calidad no es la adecuada ( de acuerdo a la evaluación por tinción de gram.)

II. Aspirado Traqueal cuantitativo

* Frasco hermético estéril.

- Técnica.

* Según la norma de IIH.

- Volumen.

* Mínimo 2 ml. - Transporte y Conservación.

* Transporte a temperatura ambiente hasta 2 horas. * Conservación a 4° C hasta 24 horas.

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LABPRO Página 24 - Observaciones.

* Sólo pacientes sometidos a ventilación mecánica (diagnóstico de Neumonía Asociada a Ventilación Mecánica).

III. Lavado broncoalveolar/ Cepillado bronquial. - Material Necesario.

* Frasco hermético estéril.

- Técnica.

* Broncoscopia.

- Volumen.

* Mínimo 2 ml

* Mínimo 5 ml si además de cultivo corriente se solicitan otros estudios (cultivo de hongos, Koch, estudio viral).

* Transporte a temperatura ambiente hasta 2 horas. * Conservación a 4°C hasta 24 horas.

* Procedimiento médico

3. Muestras Oculares.

I. Secreción o frotis conjuntival. - Material Necesario.

* Tórulas con medio de transporte Stuart o Amies. * Suero salino estéril.

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LABPRO Página 25

- Técnica.

* Debe obtenerse la muestra antes de la instalación de los analgésico locales , colirios o antibióticos.

* Con una tórula humedecida en suero fisiológico estéril frotar sobre la conjuntiva tarsal inferior y el fornix (angulo interno).

* Introducir la torula inmediatamente en el medio de transporte

* Transportar a temperatura ambiente hasta dos horas. No refrigerar.

* Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas.

III. Raspado corneal.- - Material Necesario.-

* Placas de cultivo AS/ACH/ASab/koch/Caldo tioglicolato. Portaobjetos (2 – 4)

Espátula estéril.

- Técnica.-

* Inoculación directa de las placas de cultivo.

- Transporte y Conservación.-

* Transporte inmediato a temperatura ambiente.

* Las placas sembradas deben trasladarse al laboratorio de microbiología antes de 15 minutos.

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LABPRO Página 26 * Procedimiento médico.

* Coordinación previa con laboratorio de microbiología.

4.- Muestras de piel y Tejidos blandos.

I.- Ulceras – Quemaduras y Heridas superficiales. - Material Necesario.-

* Tórula de algodón con medio de transporte Stuart o Amies. * Material para realizar aseo de la zona (suero fisiologico estéril o

agua bidestilada estéril, compresas).

- Técnica.-

* Lavar cuidadosamente la superficie de la herida por arrastre mecánico, eliminar detritus y secreción superficial.

* Con la tórula frotar la parte más profunda, evitando el contacto con la piel adyacente.

* Introducir la tórula inmediatamente en el medio de transporte.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas.

- Observaciones.-

* Muestra en tórula no es apta para cultivo de anaerobios.

* En caso de solicitud de cultivo de anaerobios, la muestra debe ser tomada por el médico solicitante mediante aspiración con jeringa o por el envío de tejido en frasco estéril.

II.- Vesículas – Estudio de celulitis o erisipela.- - Material Necesario.-

(27)

LABPRO Página 27 * Jeringa y aguja estéril.

* Tubo estérilsin aditivo (tapa roja) o frasco estéril.

* Tórula con medio de transporte Stuart o Amies en caso de vesículas ulceradas o costrosas.

* Alcohol etílico o isopropilico al 70% * Compresas esteriles.

* Guantes estériles y de procedimiento.

- Técnica.-

* Realizar antisepsia de la piel con alcohol 70%; limpiar la zona con compresas estériles empapadas en aalcohol, del centro hacia la periferia. Abarcar una zona de +/-10 cm. Alrededor de la zona a puncionar.

* Aspirardirectamente con jeringa el contenido de las lesiones. Cuando no sea suficiente, instilar una pequeña cantidad de suero salino estéril y aspirarlo.

* Transferir la muestra a un tubo o frasco estéril.

* En caso de úlceras secundarias o costrosas, remover la secreción superficial y raspar con tórula la base de la lesión.

* Transporte a temperatura ambiente inmediato (15 minutos). * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas.

* Si se solicita estudio viral de la lesión (IF/PCR/Cultivo para VZV o HSV) transferir la muestra al medio de transporte viral y trasladar en forma inmediata a 4°C.

III.- Abscesos cerrados.- - Material Necesario.-

* Jeringa de 5 o 10 ml y aguja estéril.

* Tubo estéril sin aditivo (tapa roja) o frasco estéril.

* Frascos de anaerobiosis (Portagerm/Port F) si se solicita cultivo de anaerobios.

(28)

LABPRO Página 28

- Técnica.-

* Realizar antisepsia de piel con alcohol 70% y povidona yodada. * Puncionar y aspirar directamente el material con jeringa. * Transferir la muestra a un tubo o frasco estéril.

* En caso de solicitud de cultivo anaerobio transferir parte de la muestra al medio de transporte anaerobio ( ver punto C; cultivo de anaerobios.).

* Muestra en frasco sin medio de transporte ; Transporte a Temperatura ambiente inmediato (15 minutos).

* Muestra en medio de transporte anaerobio: transporte a temperatura ambiente hasta dos horas.

IV.- Quemaduras (Estudio cuantitativo). - Material Necesario.-

* Tubo estéril sin aditivo (tapa roja) o frascp estéril.

- Técnica.-

* Utilizar técnica aséptica para obtener un trozo de tejido representativo e introducirlo inmediatamente al frasco estéril.

* Transporte aa temperatura ambiente inmediato ( 15 min). * Muestra en medio de transporte anaerobio : Transporte a

(29)

LABPRO Página 29 temperatura ambiente hasta dos horas.

- Observación.

5.- Muestras de Líquidos estériles.- I.- Líquido Cefalorraquídeo.-

* Jeringa y aguja estéril.

* Tubo estéril sin aditivo (tapa roja).

* Frasco de anaerobiosis (Portagerm/Port F) si se solicita cultivo de anaerobios.

* Material para realizar antisepsia de piel. * Guantes estériles.

- Técnica.-

* realizar antisepsia de piel con alcohol 70% y povidona yodada

* Puncionar y aspirar directamente con jeringa según el procedimiento de punción lumbar. * Transferir la muestra a un tubo estéril sin aditivo. * En caso de solicitud de estudio viral (PCR/Cultivo)

transferir parte de la muestra (mínimo 1ml) a un tubo hermético estéril sin aditivos para su traslado. * En caso de solicitud de cultivo anaerobio transferir parte

de la muestra al medio de transporte anaerobio (ver punto C: Cultivo de anaerobios.

- Volumen.-

* Mínimo 1 ml.

* Si se solicitan otros estudios (anaerobios, viral,

(30)

LABPRO Página 30

* Transporte a temperatura ambiente inmediato (15 min.) no refrigerar.

* El tubo para estudio viral debe transportarse a 4°C en forma inmediata.

II.- Líquido articular (sinovial) – Líquido Pleural – Líquido Ascitico (peritoneal) Líquido Pericárdico.

- Material Necesario.-

* Tubo estéril sin aditivo (tapa roja) o frasco de Hemocultivo pediátrico BACT ALERT (tapa amarilla). * Frasco de anaerobiosis (Portagerm/Port F) si se solicita

cultivo de anaerobios.

* Material para realizar antisepsia de piel. * Guantes estériles.

- Técnica.-

* Realizar antisepsia de piel con povidona yodada y alcohol * Puncionar y aspirar directamente con jeringa.

* Transferir la muestra a un tubo estéril o a un frasco de hemocultivo (rotular el frasco, sacar la tapa plástica y desinfectar el tapón de goma del frasco de hemocultivo con alcohol 70% antes de realizar la antisepsia de piel). * En caso de solicitud de cultivo anaerobio transferir parte

de la muestra al medio de transporte anaerobio. (ver punto C: Cultivo de anaerobios.).

- Volumen.-

* Mínimo 1 ml.

(31)

LABPRO Página 31 * Si se solicitan otros estudios (anaerobios, viral,

micobacterias, hongos) considerar 1 a 2 ml por prueba.

* Transporte a temperatura ambiente inmediato (15 min.). * Muestra en frasco de hemocultivo o medio de transporte anaerobio: Transporte a temperatura ambiente hasta 2 h * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas.

* En líquido articular especificar si se solicita cultivo de Neisseria gonorrhoeae (gonococo)

.

6.- Muestras de Tejido.- I.- Tejidos.-

* Frasco estéril sin aditivos.

- Técnica.-

- Volumen.-

* Basta con un trozo de tejido (+/- 0.5 x 0.5 cm) para: Cultivo de anaerobios y cultivo de hongos. * Un trozo distinto de tejido (+/- 0.5 x 0.5 cm) si se solicita

estudio viral o estudio de micobacterias.

* Transporte a temperatura ambiente inmediato (15 min.). * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas.

(32)

LABPRO Página 32 * Procedimiento médico.

7.- Cultivo de Punta de Cateter Venoso Central.- I.- Punta de cateter.-

* Frasco estéril.

* Material para realizar antisepsia de piel.

- Técnica.-

* Realizar antisepsia de piel con alcohol 70° y povidona. * Remover el cateter en forma aséptica.

* Cortar 3 a 5 cm del extremo distal del catéter en forma aséptica, pinzando el extremo distal para proceder. * Colocar la punta en el frasco estéril y cerrar inmediato.

* Transporte a temperatura ambiente inmediato (15 min.).

* No envíar a cultivo de rutina, sólo en sospecha de Infección asociada a CVC.

(33)

LABPRO Página 33

d.- Cultivo Anaeróbico.- 1.- Líquidos o fluidos.-

I.- Líquidos o fluidos.-

* Jeringa y ajuga estéril.

* Frasco de anaerobiosis (Portagerm/Port F)

* Alcohol 70° y algodón para desinfección del frasco. * Material para realizar antisepsia de piel.

- Técnica.-

* Las muetras a las que se le solita cultivo anaerobico deben ser recolectadas por aspiración con aguja y jeringa estéril.

* Las muestras deben transferirse directamente al medio de transporte para anaerobios (Portagerm/Port F) Inmediatamente después de tomadas.

* Para esto, desinfectar el tapón del frasco con alcohol, puncionar el tapón con la aguja (No abrir el frasco) y depositar la muestra en el frasco.

- Volumen.-

* Mínimo 1 ml.

* El Transporte de muestras en medio de transporte anaeróbico debe realizarse dentro de dos horas, a temperatura ambiente, protegido de la luz

(34)

LABPRO Página 34

* El medio de transporte (Portagerm/Port F) debe alma- cenarse a temperatura ambiente, protegido de la luz. * No deben utilizarse los frascos que presenten coloración

azul-lavanda del agar (medio).

2.- Tejidos.-

I.- Tejidos.-

* Frasco estéril hermético.

- Técnica.-

* Las muestras de tejido o biopsiaspueden ser enviadas en frasco estéril hermético sin aditivos, ya que el tejido pro- teje la anaerobiosis.

- Volumen.-

* Basta con un trozo de tejido (+/- 0.5 x 0.5 cm).

* Transporte inmediato a temperatura ambiente (máx 2hr) * Conservación a temperatura ambiente hasta 24 horas.

NO son útiles para el cultivo de anaeróbios: muestras tomadas en tórula, muestras de orina (excepto la punción suprapúbica), muestras de deposición (excepto búsqueda de C. difficile), secreción faríngea o nasofaringea, secreción uretral, secreción vaginal o endocervical, loquios, exudados superficiales.

(35)

LABPRO Página 35

e.- Urocultivo

1.- Orina de segundo chorro.-

I.- Orina de segundo chorro.- - Material Necesario.-

* Frasco estéril de boca ancha.

* Material para aseo genital: Tórulas o gasas estériles,riñon estéril, agua, jabón neutro, guantes de procedimiento.

- Técnica.-

* Explicar al paciente el procedimiento y entregar instructivo correspondiente.

* Realizar el aseo genital según lo descrito en el Capítulo “Obtención de Muestras de orina”.

- Volumen.-

* 2 a 5 ml.

* Debe trasladarse en forma inmediata al laboratorio (antes de dos horas) a temperatura ambiente o a 4°C. * Puede mantenerse refrigerada (4°C) hasta 24 horas.

* Idealmente usar primera micción de la mañana.

* Si esto no es posible, realizar la toma de muestra despue s de tres horas de retención.

(36)

LABPRO Página 36

2.- Orina por recolector.-

I.- Orina por recolector.- - Material Necesario.-

* Recolector.-

* Frasco estéril de boca ancha.-

* Material para aseo genital: Tórulas o gasas estériles, riñon estéril, agua, jabón neutro, guantes de proced.

- Técnica.-

* Realizar el aseo genital, según lo descrito en el capítulo “Obtención de Muestras de orina.

* No mantener el recolector más de 30 minutos. * Traspasar al frasco estéril y cerrar inmediatamente.

- Volumen.-

* 1 a 5 ml.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación a 4°C hasta 24 horas.

* Registrar el tipo de muestra (orina por recolector).

II.- Orina por cateterismo vesical.- - Material Necesario.-

* Frasco estéril de boca ancha. * Sonda Nelaton estéril. * Guantes estériles.

(37)

LABPRO Página 37 * Material para aseo genital: tórulas o gasas estériles, riñón

estéril, agua, jabón neutro, guantes de procedimiento.

- Técnica.-

* Realizar aseo genital según lo descrito en el capítulo “Obtención de Muestras de orina”.

* Con guantes estériles, separando labios menores en la mujer con una gasa estéril, introducir la sonda en forma aseptica hasta que comienze a fluir la orina.

* Recolectar la orina en frasco estéril.

- Volumen.-

* 2 a 5 ml.

- Transporte y Conservación.-

* Transporte a temperatura ambiente hasta 2 horas. * Conservaciön a 4°C hasta 24 horas.

* Registrar el tipo de muestra. (orina por cateterismo vesical.)

III.- Orina por punción de catéter urinario permanente.- - Material Necesario.-

* Frasco estéril de boca ancha. * Jeringa y aguja estéril. * Alcohol 70°.

(38)

LABPRO Página 38

- Técnica.-

* Desinfectar el sitio de punción del segmento proximal del cateter con alcohol 70°

* Aspirar con jeringa estéril entre 2 a 5 ml de orina, vaciar inmediatamente al frasco estéril.

- Volumen.-

* 2 a 5 ml.

* Transporte a temperatura aambiente hasta dos horas. * Conservación a 4°C hasta 24 horas.

* Registrar el tipo de muestra (orina por punción de CUP). * En pacientes portadores de CUP, idealmente cambiar la

sonda para tomar urocultivo, sólo puncionar cuando esto no sea posible.

* No debe tomarse cultivos de rutina en pacientes portadores de CUP (sólo ante sospecha de infección del tracto urinario).

IV.- Orina por punción suprapúbica.- - Material Necesario.-

* Frasco estéril de boca ancha. * Jeringa y aguja estéril.

* Material para realizar antisepsia de piel: alcohol etílico o isopropílico al 70%, povidona yodada, compresas estériles.

- Técnica.-

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LABPRO Página 39

- Volumen.-

* 2 a 5 ml

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Puede mantenerse refrigerada (4°C) hasta 24 horas.

* Registrar el tipo de muestra (orina por punción vesical). * Técnica de elección si se solicita cultivo anaeróbico de

orina.

DETERMINACION DE VOLUMEN NECESARIO

Urocultivo. 2 a 5 ml - Transporte en frasco estéril hermético a 4°C - Almacenar máximo 24 horas a 4°C

Cultivo de anaerobios 2 a 5 ml - Sólo por punción suprapúbica.

- Transportar en medio de transporte anaeróbico a temperatura ambiente.

Cultivo de hongos Mínimo 20 ml - Primera micción de la mañana (no enviar orina de 24 horas.

- Transporte de inmediato al laboratorio.- - Almacenar a 4°C máximo 4 horas.-

Cultivo de 40 ml - Primera micción de la mañana por tres días Micobacterias (mínimo 20 ml) consecutivos (no orina de 24 horas).

- Transportar en frasco estéril oscuro o protegido de la luz.

- Transporte de inmediato al laboratorio. - Almacenar a 4°C máximo 2 horas.

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LABPRO Página 40

f.- Coprocultivo.- 1.- Coprocultivo.-

I.- Coprocultivo.-

* Tórula de algodón con medio de transporte Cary-Blair

- Técnica.-

* Obtener deposición recién emitida con la tórula, seleccio-nando la zona más alterada de la deposición (mucus, pus, sangre) e introducirla inmediatamente al medio de transporte.

- Volumen.-

* Una tórula por paciente.-

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación a 4°C hasta 48 horas.-

* No enviar muestras en medio de transporte Stuart o Amies.

II.- Torulado rectal.-

* Tórula de algodón con medio de transporte Cary-Blair.

- Técnica.-

* Introducir la tórula por el esfinter anal alrededor de tres cm. rotar suavemente y retirar.

(41)

LABPRO Página 41 * Introducir la tórula inmediatamente en el medio de

transporte Cary-Blair.

* Transporte a temperatura ambiente hasta 2 horas. * Conservación a 4°C hasta 48 horas.

* No enviar muestra en medio de transp. Stuart o Amies.

2.- Detección de Toxina de Clostridium difficile.

I.- Detección de Toxina AB de Clostridium difficile. - Material Necesario.-

* Frasco estéril de boca ancha.

- Técnica.-

* Recolectar deposición recién emitida en el frasco estéril.

- Volumen.-

* 5 a 10 ml de deposición.-

* Debe trasladarse en forma inmediata al laboratorio (antes de dos horas) a temperatura ambiente.

* Enviar muestra fresca, sin medio de transporte.

* Si además se solicita coprocultivo, tomar otra muestra para enviar en medio transporte Cary-Blair.

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LABPRO Página 42

3.- Detección de Rotavirus.-

Seguir la misma técnica que para la detección de Toxina de Clostridium difficile.

4.- Detección de Leucocitos fecales.-

Seguir la misma técnica que para la detección de Toxina de Clostridium difficile.

g.- Hemocultivo.-

1.- Antisepsia de piel.-

I.- Procedimiento para realizar antisepsia de piel.- - Material necesario.-

* Alcohol etílico o isopropílico al 70% * Povidona yodada.

* Compresas estériles.

* Guantes estériles y de procedimiento.

- Técnica.-

* Con guantes de procedimiento, limpiar la zona con alcohol, del centro hacia la periferia. Abarcar una zona de +/- 10 cm, alrededor de la zona a puncionar.

* Repetir la operación con povidona yodada. En pacientes con hipersensibilidad al yodo, utilizar alcohol dos veces consecutivas en lugar de povidona.

* Dejar secar por dos minutos para que la povidona ejerza su acción antiséptica.

* Solamente tocar la zona con guantes estériles después de realizada la antisepsia.

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LABPRO Página 43

II.- Hemocultivos peiféricos.- - Objetivo.-

* Diagnóstico etiológico de bacteriemias.-

* Frasco de hemocultivo BACT ALERT: Adulto con resina (tapa verde). Pediátrico con resina (tapa amarilla). * Material para antsepsia de piel.

* Algodón para la desinfección del tapón de los frascos.

- Técnica.-

* Rotular los frascos con el nombre del paciente, N° de petición, fecha y hora de la toma del hemocultivo. * Retirar la tapa plástica y desinfectar el tapón de goma del

frasco con un algodón impregnado en alcohol 70°. * Realizar la antisepsia de la piel.

* Con guantes estériles, puncionar la vena con jeringa en forma aséptica y extraer el volumen de sangre deseado. * Inocular la botella de hemocultivo sin cambiar la aguja.

* Marcar si corresponde al primer, segundo o tercer frasco (I – II –III).

* No debe utilizarse la misma punción para inocular más de una botella. Cada hemocultivo debe realizarse en un sitio de punción diferente, idealmente separados por 30 a 90 minutos.

- Volumen.-

* Adultos: 10 ml de sangre por frasco.

* Niños 2 a 5 ml de sangre por frasco. Mínimo 0.5 ml por frasco (neonatos).

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LABPRO Página 44

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas.

* Se recomienda un mínimo de dos botellas por paciente. * Se recomienda tres botellas (de tres sitios de punción

diferente) en caso de sospecha de endocarditis y repetir la serie si los hemocultivos son negativos a las 24 horas. * Cada botella debe ser tomada de una punción venosa

diferente (no inocular más de una botella con la misma aguja ni punción). Cada punción debe estar distanciada de la siguiente por 30 a 90 minutos (en caso de pacientes graves, pueden obtenese las muestras en forma simultánea, siempre que se realicen las punciones de sitios diferentes).

* No escribir sobre el código de barra de la botella.

III.- Hemocultivos con tiempo diferencial.- - Material Necesario.-

* jeringa y aguja estéril.

* Frasco de hemocultivo BACT ALERT : Adulto con resina (tapa verde). Pediátrico con resina (tapa amarilla). * Material para antisepsia de piel.

* Algodón para la desinfección del tapón de los frascos.

- Técnica.-

* Lavado clínico de manos.

* Realizar antisepsia de piel alrededor del catéter. * Con guantes estériles, extraer un ml de sangre por el

catéter central y eliminar. Luego extraer 10 ml (adulto) o 1 a 5 ml (niños) a través del catéter e inocular una botella de hemocultivo (adulto o pediátrico según corresponda).

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LABPRO Página 45 * Realizar antisepsia de piel para hemocultivo peiferico. * Obtener dos hemocultivos periféricos de sitios de punción

diferentes.

* Transporte a temperatura ambiente hasta 2 horas

- Observación.-

* Desinfectar el tapón de los frascos con alcohol 70° antes de inocular.

* Rotular los frascos con el nombre del paciente, fecha y hora de la toma del hemocultivo. Marcar en la botella si corresponde al hemocultivo central (si se toma mas de un cultivo central, especificar que cateter) o periférico (I o II).

* Cada botella debe ser tomada de una punción venosa diferente (no inocular mas de una botella con la misma aguja ni punción)

* No escribir sobre el código de barra de la botella.

h.- Detección de virus respiratorios o BORDETELLA PERTUSSIS. - Aspirado Nasofaringeo.-

* Red de aspiración central. * Sonda de aspiración estéril

* Tubo para aspiración de secreciones.

* Medio de transporte viral (mantener refrigerado). * Guantes estériles.

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LABPRO Página 46

- Técnica.-

* Con guantes estériles, introducir cuidadosamente la onda de aspiración por una fosa nasal hacia la nasofaringe. Sólo al llegar a la nasofaringe aspirar las secreciones. * Retirar la sonda.

* Transferir la muestra al medio de transporte viral. Rotular el tubo de transporte.

* Transporte a 4°C hasta 2 horas. * Conservación a 4°C hasta 24 horas.

* El procedimiento debe ser realizado por enfermera (o) y debe contar con un ayudante.

* Explicar al paciente o su familiar el procedimiento para obtener cooperación.

* La introducción de la sonda provoca tos en forma refleja. * Se requiere ayuno para obtener una buena toma de

muestra.

* Evitar enviar muestras de saliva o muestras

sanguinolentas, para obtener un adecuado número de células epiteliales.

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LABPRO Página 47

- Torulado o hisopado retrofaríngeo.- - Material Necesario.-

* Hisopo de dracón o rayón con base plástica o de alambre flexible (no madera) con medio de transporte viral. * Medio de transporte viral (mantener refrigerado) * Guantes de procedimiento.

* Mascarilla desechable.

- Técnica.-

* Colocar la cabeza del paciente inclinada hacia atrás en un angulo de 70°.-

* Con guantes de procedimiento, introducir el hisopo en la fosa nasal. Deslizar el hisopo por la mucosa del piso de la fosa nasal (nunca con dirección hacia arriba) hasta tocar la pared posterior de la faringe.

* Frotar y girar el hisopo en la faringe, para obtener células epiteliales.

* Retirar el hisopo y repetir el procedimiento en la otra fosa nasal.

* Introducir el hisopo en medio de transporte. Rotular el tubo de transporte.

* Transporte a 4°C hasta 2 horas. * Conservación a 4°C hasta 24 horas.

* Método de elección en pacientes adultos.

* Explicar al paciente el procedimiento para obtener cooperación

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LABPRO Página 48 * Evitar tórulas de algodón y de alginato.

i.- Tracto Genital Femenino.- - Flujo Vaginal.-

* Camilla ginecológica. * Espéculo estéril.

* Tórula estéril de alginato cálcico o dracón con medio de transporte Stuart o Amies (cultivo corriente).

* Dos tórulas sin medio de transporte para realizar extendido y examen directo.

* Tubo con dos ml de suero fisiológico estéril (examen directo).

* Lámina portaobjeto.

- Técnica.-

* Con la paciente en posición ginecológica introducir el espéculo sin lubricante (si es necesario para lubricar utilizar agua tibia).

* Recoger bajo visión directa la muestra con una tórula, de la zona con mayor exudado, o en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior.

* Introducir la tórula en el medio de transporte (cultivo). * Repetir la operación con una segunda tórula para realizar

el extendido en portaobjeto (examen microscópico). * Utilizar una tercera tórula para introducir en suero

fisiológico (examen directo).

- N° de muestras.-

* Solicitud de cultivo corriente: obtener dos tórulas, una destinada al estudio microscópico y otra al cultivo. * Solicitud de estudio de flujo vaginal: obtener las tres

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LABPRO Página 49

* Transporte inmediato a temperatura ambiente o conservar hasta dos horas a 37°C (tórula en suero fisiológico). No refrigerar.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas (tórula en medio de transporte y frotis en portaobjeto). No refrigerar.

* Ante sospecha de infección por Chlamydia trachomatis, Mycoplasma hominis o Ureaplasma urealtycum, enviar muestra endocervical.

* No deben utilizarse en los días previos a la toma de muestra, soluciones antisépticas vaginales, óvulos ni pomadas. En paciente embarazadas la toma de muestra

es un procedimiento médico. - Secreción Endocervical.-

* Camilla ginecológica. * Espéculo estéril.

* Tórulas sin medio de transporte para limpieza de exocérvix.

* Tórula estéril de alginato cálcico o dracón con medio de transporte Stuart o Amies (cultivo corriente).

* Lámina portaobjeto y tórula sin medio de transporte para realizar extendido.

* Para estudio de Mycoplasma/Ureaplasma se requiere de tórula y medio de transporte especifico (frasco de tapa rosca blanca rotulado como R1).

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LABPRO Página 50 * Para estudio de Chlamydia se requiere tórula de Alginato

cálcico sin medio de transporte.

- Técnica.-

* Con la paciente en posición ginecológica introducir el espéculo sin lubricante (si es necesario para lubricar utilizar agua tibia).

* Bajo visión directa, limpiar el exocervix de secreciones vaginales con una tórula seca.

* Introducir una tórula en el canal endocervical con un suave movimiento de rotación. Repetir la operación para obtener el número de muestras adecuado según los exámenes solicitados.

* Solicitud de cultivo corriente: obtener dos tórulas, una destinada al estudio microscópico y otra al cultivo. * Solicitud de Mycoplasma: obtener una tórula adicional e

inocular en el medio de transporte específico.

* Solicitud de Chlamydia: obtener una tórula de alginato cálcico adicional y enviar sin medio de transporte. - Transporte y Conservación.-

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación hasta 24 horas a temperatura ambiente. - Observaciones.-

* Debe evitarse el uso de tórulas de algodón.

* No deben utilizarse en los días previos a la toma de muestras, soluciones antisépticas vaginales, óvulos ni pomadas.

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LABPRO Página 51

- Líquido amniótico.

* Tubo estéril sin aditivo o frasco hermético estéril. * Frasco de anaerobiosis (Portagerm/Port F) si se solicita

cultivo anaeróbico.

- Técnica.-

* Amniocentesis.

* Transporte a temperatura ambiente inmediato (15 minutos)

* Muestra en medio de transporte anaerobio: Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas.

* Procedimiento médico. Sólo indicación por especialidad.

j.- Tracto Genital Masculino.- - Secreción uretral.-

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LABPRO Página 52 * Tórula fina estéril de alginato cálcico o dracon con medio

de transporte Stuart o Amies (cultivo corriente).

* Para estudio de Mycoplasma/Ureaplasma se requiere de tórula y medio de transporte especifico (frasco de tapa rosca blanca rotulado como R1).

* Para estudio ed Chlamydia se requiere tórula de Alginato cálcico sin medio de transporte.

- Técnica.-

* En caso de exudado franco, recoger el exudado con la(s) tórulas (s) correspondiente según los exámenes

solicitados.

* El exudado puede estimularse exprimiendo la uretra. * Si no se observa exudado introducir suavemente una tórula con movimiento rotatorio +/- 2 cm dentro de la uretra (3 a 5 cm para busqueda de Chlamydia). Repetir la operación para obtener el número de muestras adecuado según los examenes solicitados.

* Solicitud de cultico corriente: obtener dos tórulas, una destinada al estudio microscópico y otra al cultivo. * Solicitud de Mycoplasma: obtener una tórula adicional e

inocular en el medio de transporte específico.

* Solicitu de Chlamydias: obtener una tórula de alginato cálcico adicional y enviar sin medio de transporte.

* Transporte a temperatura ambiente hasta dos horas. * Conservación hasta 24 horas a temperatura ambiente.