PRUEBAS CONFINADAS EN CAMPO DE HONGOS ENTOMOPATÓGENOS PARA EL CONTROL DE LARVAS DE MOSQUITOS Anopheles albimanus
María Guadalupe Vázquez-Martínez, Américo David Rodríguez-Ramírez, Luis Alberto Cisneros-Vázquez, Olga Ruth Gálvez-Coutiño y Mario Henry Rodríguez-López. Centro Regional de Investigación en Salud Pública. Instituto Nacional de Salud Pública. 4ª Norte y 19 Poniente s/n, Colonia Centro C.P. 30700. Tapachula, Chiapas, México. [email protected]
RESUMEN. En este estudio se evaluó, mediante pruebas confinadas en campo, el potencial para el control de mosquitos
Anopheles albimanus vectores de paludismo de la cepa nativa del hongo entomopatógeno Gliocladium virens, comparándola con la cepa de Metarhizium anisopliae y un producto comercial. Se ubicaron dos grupos (zona de sol y zona de sombra) de 12 criaderos experimentales cada uno, en donde se realizaron muestreos pre y post-tratamiento para estimar el efecto de los tratamientos sobre las poblaciones larvarias. El hongo M. anisopliae y el insecticida comercial controlaron durante seis colectas (dos semanas) las poblaciones larvarias. El hongo G. virens demostró mayor potencial patógeno y persistencia ya que logró un control del 100% de las poblaciones larvarias de An. albimanus durante 19 colectas, un mayor tiempo que los otros tratamientos. Palabras Clave: hongos entomopatógenos, pruebas confinadas, mosquitos, control biológico.
ABSTRACT. This study evaluated the potential for the control of Anopheles albimanus mosquito malaria vectors of the native
strain of the entomopathogen fungus Gliocladium virens, comparing it with the strain of Metarhizium anisopliae and a commercial product. In field tests, two groups (sun and shadow zone) of 12 experimental breeding sites were placed each, where were sampling pre and post-treatment to estimate the effect of treatments on larval populations. Metarhizium anisopliae fungus and the commercial insecticide controlled larval populations during six collections (two weeks). The fungus G. virens showed greatest pathogenic potential and persistence because reduced the 100% of An. albimanus larval populations during 19 collections, a greater time than other treatments.
Key words: entomopathogenic fungi, mosquitoes, biological control. Introducción
Los hongos entomopatógenos representan una opción prometedora para el futuro del control de insectos vectores debido a su gran potencial entomopatógeno y de autodiseminación (Tamez et al., 2001); además de sus ventajas de producción por métodos artesanales que los hacen una alternativa de bajo costo.
En bioensayos de laboratorio los hongos Gliocladium virens (cepa 297 cepario del CRISP, Tapachula) y Metarhizium anisopliae (cepa 33, cepario del CINVESTAV, Irapuato) demostraron patogenicidad contra la fase de larva y adulto de Anopheles albimanus (Vázquez-Martínez et al., 2008), por lo que estos hongos entomopatógenos son excelentes candidatos para el desarrollo de un producto bioinsecticida.
Sin embargo, hacen falta estudios en pruebas confinadas de campo a pequeña escala que demuestren la eficacia de estos hongos para su uso en campo. A este respecto, se sabe que las cepas nativas son más efectivas que una cepa introducida (Castillo, 2006), por lo que se esperaría que la cepa de G. virens, nativa de Chiapas y aislada de criaderos de mosquitos, tenga mayor potencial para adaptarse en campo.
En este estudio se evaluó, mediante pruebas confinadas en campo, el potencial para el control de mosquitos An. albimanus vectores de paludismo de la cepa nativa de G. virens, comparándola con la cepa de M. anisopliae y un producto comercial.
Materiales y Método
Criaderos experimentales. Los criaderos experimentales fueron ubicados en el Ejido
Emiliano Zapata del Municipio de Mazatán, Chiapas. Se colocaron dos grupos de 12 criaderos experimentales cada uno (recipientes de 60L), a una distancia de 200 m entre cada grupo y con una separación entre recipiente de 2 m. Un grupo fue construido en una zona expuesta al sol y otro en una zona sombreada. Toda el área alrededor de los criaderos fue encerrada con malla para impedir el paso de animales domésticos y silvestres a la zona de estudio. Los recipientes se mantuvieron con un nivel mínimo de agua de 40 L y se dejaron estabilizar por 7 días, permitiendo que las poblaciones de mosquitos se establecieran de manera natural.
Muestreos pre-tratamiento. Los muestreos larvales fueron realizados usando un calador
estándar de lámina ovalado con un borde plano y con capacidad de 850 ml y un mango de 1.5 m de largo con graduaciones en centímetros para medir la profundidad del agua (Vázquez-Martínez
et al., 2002). Se tomó una muestra de 10 calados distribuidos uniformemente en la superficie del
recipiente y se revisó la presencia de larvas, clasificándolas por género y estadio larvario. Se realizó el conteo y se retornaron las larvas hacia sus respectivos criaderos. Las poblaciones larvarias fueron monitoreadas por un periodo aproximado de tres meses antes de la aplicación de los tratamientos.
Aplicación de tratamiento. A tres criaderos de cada zona se aplicó la CL95 de la cepa
nativa del hongo Gliocladium virens (Vázquez-Martínez et al., 2008), a otros tres criaderos de cada zona se aplicó la CL95 de la cepa del hongo M. anisopliae (Vázquez-Martínez et al., 2008),
y a otros tres una formulación comercial a una CL95 del bioinsecticida PHC Root Mate, Plant
Health Care que tiene como ingrediente activo a Trichoderma virens. Los tres criaderos restantes de cada zona se dejaron sin tratamiento (control).
Muestreos post-tratamiento. Se llevaron a cabo de la manera ya descrita, cada tercer día
durante un mes y luego una vez por semana durante dos meses. Los efectos del tratamiento sobre las poblaciones larvarias fueron expresados como el porcentaje de reducción de las poblaciones larvarias.
Resultados y Discusión
Las poblaciones larvarias de Anopheles albimanus se establecieron en los criaderos experimentales a las dos semanas de instalados y fue posible observar que éstas permanecían por cerca de un mes con altos índices larvarios absolutos (I.L.A.= suma de larvas I, II, III y IV estadio y pupas). Luego de ese tiempo, el agua de los criaderos experimentales se observaba con presencia de materia orgánica y en los cuerpos de agua se empezó a detectar la presencia de larvas de Culex quinquefasciatus.
Durante los muestreos pre-tratamiento, en los criaderos experimentales de la zona soleada se presentó un ILA máximo de 1024 y un mínimo de 500, con un ILA promedio de 713.25. En la zona sombreada se presentó un ILA máximo de 662 y un mínimo de 446, con un ILA promedio de 504.75 (Fig. 1 y 2). Las abundancias larvarias de An. albimanus presentes en las dos zonas (sol y sombra) no presentaron diferencias significativas (t=1.698, P=0.188), aunque sí fue posible observar que las mayores abundancias de larvas se presentaron en los criaderos de la zona soleada. Lo anterior era lo esperado debido a que los criaderos de An. albimanus más productivos son sitios soleados (Vázquez-Martínez et al., 2002) y entre más sombra tengan los cuerpos de agua menos poblaciones larvarias de anofelinos se presentarán (Sattler et al., 2005).
Figura. 1. Poblaciones larvarias de Anopheles albimanus en los criaderos experimentales de la zona soleada durante los muestreos pre-tratamiento y post-tratamiento.
Figura 2. Poblaciones larvarias de Anopheles albimanus en los criaderos experimentales de la zona sombreada durante los muestreos pre-tratamiento y post-tratamiento.
El efecto en el control de mosquitos An. albimanus de los hongos entomopatógenos G.
virens (cepa nativa), M. anisopliae y el insecticida comercial fue evidente al comparar el ILA
promedio que se reportó en los muestreos pre-tratamiento contra el ILA promedio en los muestreos realizados posteriores al tratamiento, y especialmente al comparar contra el ILA promedio presente en el control (Figs. 1 y 2).
La cepa nativa de G. virens causó una reducción promedio de 70.06% de las poblaciones larvarias en la zona de sol y un promedio de 53.69% en la zona sombreada. La cepa de M.
anisopliae causó una reducción promedio del 78.71% en la zona de sol y de 79.82% en la zona de
sombra. Por otra parte, el insecticida comercial que tiene como ingrediente activo conidias del hongo T. virens causó un 45.20 % de reducción promedio en la zona de sol y de 72.87% en la zona de sombra. Se pudo apreciar que el bioinsecticida comercial presentó diferencias entre la mortalidad larvaria que causó en la zona de sol y la zona de sombra, lo cual parece indicar que este bioinsecticida es afectado por los rayos UV del sol.
0 200 400 600 800 1000 1200 Control G. virens M. anisopliae Insecticida ILA Sol-Pre Sol-Post 0 200 400 600 800 1000 1200 Control G. virens M. anisopliae Insecticida ILA Sombra-Pre Sombra-Post
La tasa de germinación y la persistencia de las conidios de los hongos son afectadas por factores ambientales como la radiación UV y las altas temperaturas (Moore et al., 1993; Morley-Davies et al., 1996), por lo que el uso de cepas nativas adaptadas a las condiciones del sitio asegura el éxito del control. La cepa nativa del hongo G. virens demostró ventajas para controlar las poblaciones larvarias ya que su acción patógena se mantuvo en la zona de sol y en la zona de sombra.
El análisis del ILA por colecta nos permitió observar las diferencias entre los tratamientos (Fig. 3). El hongo G. virens demostró mayor potencial patógeno y persistencia ya que logró un control del 100% en las poblaciones larvarias de An. albimanus durante mayor tiempo que los otros tratamientos y hasta la colecta 19 (finales de los tres meses de muestreos) se presentaron larvas en baja abundancia. El hongo M. anisopliae y el insecticida comercial controlaron durante seis colectas (dos semanas) las poblaciones larvarias y de éstos, M. anisopliae logró un mayor control. La patogenicidad en campo de la cepa nativa fue superior a una cepa foránea y al producto comercial.
La eficacia de la cepa nativa del hongo Gliocladium virens en el control de larvas de mosquitos en condiciones de campo a pequeña escala, fue demostrada en este estudio.
Figura 3. Poblaciones larvarias de Anopheles albimanus durante las colectas post-tratamiento en los criaderos experimentales de la zona soleada.
Agradecimientos
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, que financió este estudio a través del Proyecto No. 87102 de los fondos sectoriales SSA.
G. virens 0 50 100 150 200 250 C1 C3 C5 C7 C9 C11 C13 C15 C17 C19 C21 ILA No. colectas G. virens M. anisopliae Insecticida Control
Literatura Citada
Castillo, Z. 2006. Uso de Metarhizium anisopliae para el control biológico del salivazo (Aeneolamia spp. y Prosapia spp.) en pastizales de Brachiaria decumbens en el Petén, Guatemala. Tesis de Maestría. Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza. Turrialba, Costa Rica.
Moore, D., Bridge P.D., Higgins P.M., Bateman R.P., and C. Prior. 1993. Ultra-violet radiation damage to Metarhizium flavoviride conidia and the protection given by vegetable and mineral oils and chemical sunscreens. Annals of Applied Biology, 122:605-616.
Morley-Davies, J., Moore D., and C. Prior. 1996. Screening of Metarhizium and Beauveria spp. conidia with exposure to simulated sunlight and a range of temperatures. Mycological Research, 100:31-38.
Sattler, M., Mtasiwa D., Kiama M., Premji Z., Tanner M., Killeen G., and Ch. Lengeler. 2005. Habitat characterization and spatial distribution of Anopheles sp. mosquito larvae in Dar es Salaam (Tanzania) during an extended dry period. Malaria Journal, 4:4.
Tamez, G.P., Galán W.L.J., Medrano R.H., García G.C., Rodríguez P.C., Gómez F.R.A. y G.R.S. Tamez. 2001. Bioinsecticidas: su empleo, producción y comercialización en México. Ciencia UANL, 2: 143-152.
Vázquez-Martínez, M. G., Rodríguez M. H., Arredondo J. I., Méndez J. D., Bond J. G. and M. Gold. 2002. Cyanobacteria associated with Anopheles albimanus (Diptera:Culicidae) larval habitats in southern México. Journal of Medical Entomology, 39:825-832.
Vázquez-Martínez, M. G., Rodríguez-Meneses A. y M. H. Rodríguez-López. 2008. Patogenicidad de diferentes cepas de hongos sobre el mosquito Anopheles albimanus Wiedemann (Diptera:Culicidae), vector de paludismo. Entomología Mexicana, 7:760-763.
