GRADUADOS DIVISIÓN

INSTITUTO TECNOLÓGICO Y DE ESTUDIOS SUPERIORES DE MONTERREY

CAMPUS MONTERREY

DIVISIÓN D E INGENIERÍA Y A R Q U I T E C T U R A PROGRAMA DE GRADUADOS E N INGENIERÍA

E S T U D I O D H L T R A T A M I E N T O D E L A F R U T A DE JATROPHA CURCAS L P A R A L A O B T E N C I Ó N

D E A C E I T E Y C O - P R O D U C T O S

PRESENTADA COMO REQUISITO PARCIAL PARA O B T E N E R E L GRADO ACADÉMICO DE

M A E S T R O EN CIENCIAS

ESPECIALIDAD EN INGENIERÍA ENERGÉTICA

P 0 R

J O S É G U I L L E R M O C O L U N G A M A T A

T E C N O L Ó G I C O

D E M O N T E R R E Y

T E S I S

MONTERREY, NUEVO LEÓN

INSTITUTO TECNOLÓGICO Y DE ESTUDIOS SUPERIORES DE MONTERREY CAMPUS MONTERREY

DIVISIÓN DE INGENIERÍA Y ARQUITECTURA PROGRAMA DE GRADUADOS EN INGENIERÍA

TECNOLÓGICO DE MONTERREY

ESTUDIO DEL TRATAMIENTO DE LA FRUTA DE JATROPHA CURCAS L PARA LA OBTENCIÓN DE ACEITE Y CO-PRODUCTOS.

TESIS

PRESENTADA COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE

MAESTRO EN CIENCIAS

ESPECIALIDAD EN INGENIERÍA ENERGÉTICA

POR

JOSÉ GUILLERMO COLUNGA MATA

MONTERREY, N. L. DICIEMBRE 2008

INSTITUTO TECNOLÓGICO DE ESTUDIOS SUPERIORES DE MONTERREY

CAMPUS MONTERREY

DIVISIÓN DE INGENIERÍA Y ARQUITECTURA PROGRAMA DE GRADUADOS EN INGENIERÍA

Los miembros del comité de tesis recomendamos que el presente proyecto de tesis del Ing.

José Guillermo Colunga Mata sea aceptado como requisito parcial para obtener el grado académico de Maestro en Ciencias con especialidad en:

INGENIERÍA ENERGÉTICA

Comité de Tesis:

Dr. Oliver Matthias Probst Oleszewski Asesor

Director del Programa de Graduados en Ingeniería y Arquitectura

DICIEMBRE 2008

TABLA DE CONTENIDO.

1. INTRODUCCIÓN : 1

2. MARCO TEÓRICO 3 2.1. DESCRIPCIÓN DE JATROPHA CURCAS L 3

2.2. USOS 5 2.3. AGRONOMÍA 6

2.4. LIMITACIONES DEL CULTIVO 7 2.5. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LA SEMILLA DE JATROPHA CURCAS L 9

2.6. EXTRACCIÓN MECÁNICA 11 2.7. EXTRACCIÓN QUÍMICA 13 2.8. PRODUCCIÓN Y CALIDAD DE BIODIESEL A PARTIR DE JATROPHA CURCAS L 15

2.9. IMPACTO SOCIAL 17 2.10. IMPACTO ECOLÓGICO 17 2.11. TENDENCIAS EN LA PRODUCCIÓN DE BIODIESEL EN EL MUNDO 20

2.12. MARCO LEGAL EN MÉXICO 22

3. METODOLOGÍA 24 3.1. TRATAMIENTO DEL FRUTO 24

3.1.1. CONSIDERACIONES DE DISEÑO 24 3.1.2. DISEÑO DE MÁQUINA DESPULPADORA 24

3.1.3. METODOLOGÍA DE PRUEBAS 26 3.2. TRATAMIENTO DE LA SEMILLA Y EXTRACCIÓN DE ACEITE 27

3.2.1. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 27 3.2.2. DESCRIPCIÓN DE PROCESO Y EQUIPO 28

3.2.2.1. TRATAMIENTO PREVIO A LA EXTRACCIÓN 28

3.2.2.2. EXTRACCIÓN 30 3.3. MÉTODOS ANALÍTICOS 33 3.3.1. PRUEBAS FÍSICAS 33

3.3.1.1. DIMENSIONES FÍSICAS 33 3.3.1.2. FRACCIONES FÍSICAS 34 3.3.1.3. PESO DE MIL FRUTOS 35 3.3.2. ANÁLISIS BROMATOLÓGICOS 36

3.3.2.1. HUMEDAD 36

3.3.2.2. CENIZAS : 39 3.3.2.3. GRASA (Método Goldfish) 40

3.3.2.4. FIBRA CRUDA 42 3.3.2.5. PROTEÍNAS (Método Kjedhal) 44

3.3.3. PERFIL DE ÁCIDOS GRASOS 47 3.4. ANÁLISIS TOXICOLÓGICO 50

3.4.1. DETOXIFICACIÓN 50 3.4.2. ESTERES DE FORBOL 50

4. RESULTADOS 55 4.1. TRATAMIENTO DEL FRUTO 55

4.1.1. PROPIEDADES FÍSICAS 56 4.1.1.1. MEDICIONES FÍSICAS 56 4.1.1.2. FRACCIONES FÍSICAS 57 4.1.1.3. Peso de 1000 semillas 58 4.1.2. ANÁLISIS BROMATOLÓGICO 58 4.2. TRATAMIENTO DE LA SEMILLA Y EXTRACCIÓN DE ACEITE 60

4.3. PERFIL DE ÁCIDOS GRASOS 63 4.4. ANÁLISIS TOXICOLÓGICO 64

5. CONCLUSIONES 67 6. BIBLIOGRAFÍA 69

1. INTRODUCCIÓN

1 . I N T R O D U C C I Ó N

Los biocombustibles de primera generación como el metil-ester de aceite de soya y el etanol son producidos usando partes de plantas que también son usadas en la producción de alimentos y de otros productos, entonces la competencia en las industrias alimentaria y energética ha causado problemas de disponibilidad y precio. Los biocombustibles de segunda generación son producidos por la conversión de partes de las plantas que no son usadas, o que son desechos, en la producción de alimentos u otros productos, entonces el uso de la tierra es más eficiente. Sin embargo, los biocombustibles de segunda generación todavía se encuentran en desarrollo y requieren de tecnologías avanzadas que pueden tener una limitada disponibilidad en zonas rurales apartadas, donde más se desea un impulso para el desarrollo. Una alternativa consiste en el desarrollo de plantas de cultivos no convencionales cuyos productos se pueden aprovechar en tecnologías relativamente conocidas como la del biodiesel.

Jatropha curcas L. es una planta de la familia Euphorbiaceae. En México se le conoce por el nombre común de piñoncillo. La característica principal de su semilla es su alto contenido de aceite y proteína, haciéndola comparable en contenido y cantidad de proteína, pero superior en el contenido de aceite que la soya. Además tiene la ventaja de ser capaz de crecer en tierras no aptas para cultivos o tierras de segunda. Sin embargo, es importante mencionar que se ha documentado su toxicidad para animales y el ser humano. Esta toxicidad se debe principalmente a dos componentes: un grupo de diterpenos, conocidos como esteres de forbol, y una proteína del grupo de las lectinas, llamada curcina (Heller, 1996).

Dada la importancia que ha adquirido la semilla de la planta Jatropha curcas L. en el mercado de los biocombustibles, particularmente de biodiesel, hoy en día se realizan diversos estudios sobre la misma. Las propiedades de su aceite ya están documentadas a nivel mundial, así como su potencial para la fabricación de

1. INTRODUCCIÓN

biodiesel. Sin embargo, es importante notar que sin obtener co-productos, la rentabilidad de dicho proceso es baja, ya que el biodiesel obtenido no es competitivo con el diesel mineral.

Por esta razón, se realizó una investigación más a fondo sobre las propiedades de Jatropha curcas L. El propósito principal de estos estudios, es el de evaluar la diferentes metodologías para realizar la extracción de aceite y proteínas y determinar cual es la óptima, tomando como criterios el tiempo de extracción y el tratamiento térmico de la semilla previo a la extracción. También previo a la extracción, se comentará de la invención de un dispositivo mecánico capaz de quitar la cascara de la fruta de Jatropha curcas L de manera rápida.

La pasta proteica que se obtiene como residuo en la extracción de aceite es una fuente de alimento potencial para ganado. Esta propuesta está basada en el alto contenido de proteína de la semilla de Jatropha curcas L. Para evaluar este potencial se realizaron pruebas químicas y bioquímicas para analizar el contenido de factores tóxicos, nutracéuticos, y anti-nutricionales, los cuales son de gran importancia para la aplicación que se busca, así como la manera de eliminar aquellos compuestos no deseados o de obtener precursores para la producción de fármacos o complementos alimenticios. En este reporte se presentan los resultados de las pruebas correspondientes.

2. MARCO TEÓRICO

2 . M A R C O T E Ó R I C O

2.1. DESCRIPCIÓN DE JATROPHA CURCAS L.

Jatropha curcas L pertenece a la familia del euforbio y es un arbusto resistente o árbol pequeño con ramas extendidas y crece hasta 6 metros bajo condiciones favorables. La vida de la planta podría ser mayor que 50 años, sin embargo, las termitas atacan a los árboles viejos (Benge, 2006). El género Jatropha curcas L contiene alrededor de 170 especies conocidas. Linnaeus (1753) fue el primero que llamó a la nuez purgante como Jatropha curcas L. de acuerdo a la nomenclatura binomial de "Plantarum Especies" y aún se usa en la actualidad. El nombre del género Jatropha se deriva del griego jatrós (doctor) y trophé (comida), implicándola con usos medicinales y alimenticios (Makkar y Becker, 1999). Curcas es el nombre común para la semilla en Malabar, India. Generalmente es plantada como seto, o cerca viviente, por los granjeros alrededor del mundo porque los animales no las atraviesan (www.dovebiotech.com, 2001).

En la figura 2.1 se muestran las partes más importantes que conforman la planta y fruto de Jatropha curcas L.

2. MARCO TEÓRICO

Figura 2-1. Partes importantes de la Jatropha curcas L: Rama con flores y hojas, b - corteza, c - hoja, d - flor con pistilo, e - flor fecundada, f - sección transversal de fruto inmaduro, g - frutos, h - corte longitudinal de frutos, i - semilla; a - c y f - h d e Aponte 1978; d y e de Dehgan 1984.

2. MARCO TEÓRICO

2.2. USOS.

La planta de Jatropha curcas L es ampliamente cultivada en los trópicos como cercas vivas en campos y asentamientos. Esto es posible ya que puede ser fácilmente propagada por esquejes (Heller, 1996). De acuerdo con Budowski (1987), es una de las plantas de cerca más frecuentemente encontradas en ciertas regiones de El Salvador. La madera de la planta es usada como un combustible de baja calidad en Cape Verde. Sherchan y col. (1989) encontraron que el uso de la biomasa de la semilla como composta en cultivos de arroz en Nepal incrementó el rendimiento de los cultivos de éste a tal grado que 10 toneladas de biomasa de Jatropha incrementaron en 1 1 % el rendimiento del cultivo de arroz. Los cultivos de arroz sin fertilizar tuvieron un rendimiento de 4.11 toneladas por hectárea.

La semilla de Jatropha curcas L es utilizada como alimento tradicional en ciertas regiones de México, una vez que ha sido hervida y tostada. De acuerdo a algunos análisis, las semillas mexicanas no contienen esteres de forbol (Martínez 2007).

Sorprendentemente, la Jatropha fue usada en las cortes de Usambara para determinar la culpabilidad o la inocencia de los acusados. Estar personas tenían que consumir el veneno, las personas inocentes vomitaban, mientras que las culpables morían (Fleuret 1980).

Todas las partes de la planta, incluyendo las semillas y las hojas son usadas en medicina tradicional y en veterinaria. El aceite es altamente purgante y es utilizado para contrarrestar problemas con la piel y para aligerar el dolor causado por reumatismo. El látex contenido en las hojas y en las ramas tiene propiedades antimicrobiales en contra Staphylococcus aureus, Escherichia coli y Streptococcus pyogenes (Thomas 1989).

Para uso industrial, el aceite de Jatropha puede servir para la fabricación de jabón mediante el proceso de saponificación y para la producción de biodiesel por el proceso de transesterificación. El ácido linoléico contenido en mayor proporción en

2. MARCO TEÓRICO

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2.3. AGRONOMÍA.

Cuando se propaga por semilla se forman comúnmente cinco raíces (una raíz principal y cuatro raíces secundarias). Cuando las plantas se propagan por esquejes, se desarrollan normalmente pero tienen menor longevidad y tienen menor resistencia que las propagadas por medio de semillas. Con buenas condiciones de humedad la germinación de las semillas puede tomar diez días. La testa de parte y la radícula emerge formando las cuatro raíces laterales (Rijssnbeek 2006).

Las plantas propagadas por esquejes no forman raíz principal, solo crecen las raíces laterales y una raíz pseudo-principal que crece a la mitad de las raíces producidas por la propagación por semilla. La propagación por esquejes tiene la ventaja de que se acelera la producción de semillas, al mismo tiempo que se incrementa el rendimiento del cultivo.

El espaciado entre plantas tiene influencia en el rendimiento. Gosch et al. (2007) realizaron un estudio estadístico en el campo experimental del ITESM en Hualahuises, NL y encontraron que de los diferentes arreglos, el espaciamiento de 3m x 3m es el que tiene mejor rendimiento de frutos por hectárea y el que permite el aceite de Jatropha es usado para la producción de cosméticos y artículos de cuidado personal. También es usado como pesticida y como lubricante de maquinaria.

La pasta proteica, co-producto de la extracción de aceite, después de detoxificar se puede utilizar como alimento de ganado. De otra manera, puede ser utilizada como fertilizante o biomasa.

2. MARCO TEÓRICO

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2.4. LIMITACIONES DEL CULTIVO.

La principal limitación con el cultivo de Jatropha es la cosecha, ya que no existen las tecnologías necesarias para realizar el trabajo de manera mecanizada y eficiente. Hasta ahora, la mejor opción es realizar la cosecha de manera manual.

que las plantas crezcan más que con arreglos de 1.5m x 1.5m, 0.75m x 0.75m y sus diferentes combinaciones.

El cultivo por esquejes logra que la Jatropha pueda establecerse rápidamente como cercas vivas o setos. Las podas o esquejes entre más grandes más probabilidades tienen de desarrollarse y sobrevivir (30cm de largo y 3cm de espesor). Tratar los esquejes con la hormona IBA (ácido indo-butírico) no promueve la formación de raíces.

La floración puede empezar en el primer año, a los cinco meses después de plantar, pero esto se da solo bajo condiciones extremadamente favorables.

Normalmente la floración sigue después de un periodo largo de desarrollo vegetativo. El desarrollo de los frutos toma 90 días, desde la floración hasta la maduración de la semilla. En regiones en donde están muy marcadas las temporadas de humedad y de sequía, las plantas pueden florar hasta dos veces si las condiciones son favorables, cuando entra la temporada de sequía la floración termina. En regiones de humedad permanente, la floración ocurre durante todo el año.

En Nuevo León, durante la temporada de lluvia (Julio - Octubre) la planta genera una ronda de frutos. Antes de que maduren, se empieza a formar una segunda ronda que tarda mucho en madurar debido a la finalización de la temporada de lluvia, y es el inicio de la temporada fría la cual puede llegar a extinguir la planta.

2. MARCO TEÓRICO

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Experiencias en campo, en Hualahuises, Nuevo León. Se plantaron cerca de 2,000 plantas entre el otoño 2006 y la primavera del 2007. Las plantadas en 2006 tuvieron dos fructificaciones, las plantadas en 2007 solo tuvieron una ya que se presentó una helada a principios de enero del 2008. La figura 2.2, muestra una gráfica con el perfil de temperaturas máximas y mínimas reportadas durante los últimos días del mes de diciembre 2007 y los primeros días del mes de enero de 2008. Se puede distinguir que el 3 de enero de 2008 se presento una temperatura de -3°C, lo cual es causa probable de la debilitación de los árboles y por consiguiente su muerte.

35 30 25 20 15 10 5 0

T e m p e r a t u r a s d i a r i a s e n H u a l a h u i s e s , NL.

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Fecha

Figura 2-2. Representación gráfica de las temperaturas máximas y mínimas en el período del 24 de diciembre de 2007 y el 11 de enero de 2008. Fuente: INIFAP, 2008.

Otra dificultad que se presenta sobre todo en el norte de México, es que debido a la temporada de heladas en invierno, los árboles sufren gran daño cuando se tienen condiciones de temperatura ambiental menores de 0°C.

2.5. PROPIEDADES FISICOQUÍMICAS DE LA SEMILLA DE JATROPHA CURCAS L.

Muchos autores han realizado estudios acerca de la composición de las semillas de Jatropha curcas L, por citar algunos nombres: Heller (1996); y Martínez (2007).

Según los estudios realizados por los autores, cabe mencionar que la almendra contiene entre 46 y 60% en masa de grasa cruda y entre 20 y 30% en masa de proteínas. A continuación se presentan dos tablas con los resultados que

obtuvieron estos dos autores. Más adelante se presentarán resultados de análisis proximal para las semillas cosechadas en las plantaciones experimentales de Hualahuises, Nuevo León.

Tabla 2-1. Composición de las semillas de Jatropha curcas L obtenidas en Cape Verde (Fogo y Santiago) y Sao Tomé (Heller, 1996).

Contenido (%)

Composición semilla Almendra Semilla Localidad Testa Almendra (%) Hume­ Ceni­ Proteína Grasa Fibra Grasa (%) dad zas cruda cruda cruda cruda Fogo 35.46 64.54 4.68 4.48 20.25 52.83 0 94 34.09 Santiago 44.92 55.08 3.78 3.83 23.48 59.78 1.90 32.90 Sao tomé 47.74" 49.98 7.79 6.37 28.44 46.72 4.23 23.67 Promedio 42.71 56.53 5.42 4.89 24.06 53.11 2.36 30.22

Tabla 2-2. Composición proximal de la semilla de J. curcas de distintas partes de México (Martínez, 2007).

Localidad Materia Proteína Grasa Fibra Cenizas Energía seca (%) (%) (%) <%) (%) MJ/kg Huitzilán, Pue. 96.02 18.82 64.51 5.39 5.84 31.67 Xochitlán, Pue. 95.11 29.93 57.13 3.57 5.34 30.31 Tenampa, Ver. 94.76 28.91 57.48 3.89 3.80 29.44 Castillo de Teayo, Ver. 95.30 34.51 57.22 2.81 3.80 31.52 Coatzacoalcos no tóxica, Ver. 95.36 31.91 52.69 3.88 4.55 29.27 Coatzacoalcos tóxica, Ver. 95.3 33.59 56.34 3.50 3.90 31.50

2. MARCO TEÓRICO

"Puebíillo, Ver.

95:40 "

Yautepec, Mor. 94.50 32.58 55.33 3.20 5.10 31.50

1

Cuautla, Mor. 95.44 ^{29.70 58.79 4.00 4.74} 29.78 1 Tlaxmalac, Gro. 95.68 23.22 57.75 4.19 5.47 ^...

30.29

El perfil de aminoácidos cubre los requerimientos establecidos por la Organización Mundial para la Alimentación y Agricultura (FAO en inglés) excepto en lisina, que sería el aminoácido limitante (Makkar y col. 1997). En la tabla 2.3 se muestra el perfil de ácidos grasos presentes en el aceite de Jatropha curcas L, en éste destacan el contenido de ácido oleico y linoléico, como principales componentes, también contiene ácido palmítico y esteárico en menor proporción. En la tabla 2.4 se presentan los resultados del perfil de ácidos grasos presentes en una muestra de aceite de Jatropha curcas L proveniente de Puebíillo, Veracruz (Gallo, 2007).

En la tabla 2.5 se presenta el resultado de la prueba de perfil de ácidos grasos de una muestra de aceite de Jatropha curcas L de Hualahuises, Nuevo León realizada por los laboratorios de Incorpórate America Corporation, Inc. (Patel, 2008).

Tabla 2-3. Perfil de ácidos grasos presentes en el aceite de Jatropha curcas L de diferentes países.

Foild y col. 1996; Banerji y col. 1985.

Acido graso Cabo Verde (%) Nicaragua (%) India (%) Mirístico (14:0) 0.1 0.1 0.8 Palmítico (16:0) 15.1 13.6 17.1 Palmitoleico (16: í ) 0.9 0.8 0.8

Esteárico (Í8:0) 7.1 7.4 2.4 Oleico (18:1) 44.7 34.3 49.0

Linoléico (18:2) 31.4 43.2

_ 29TT

"

Linolénico(18:3) 0.2 0.2 0.1 Araquídico (20:0) 0.2 ^{_ „}

"Ñd

Behénico (22:0) 0.2 Nd Nd Total Saturados 22.7 21.4 20.3 Total Insaturados 77.2 78.5 79.6

2. MARCO TEÓRICO

Tabla 2-4. Perfil de ácidos grasos de semilla de Pueblillo, Veracruz determinado en ITESM (Gallo 2007)

Perfil de Ácidos Grasos

Ácido Mirístico 0.24% ⁺ 0.02 Acido Palmítico 13.94% ⁺ 0.12 Ácido Esteárico 7.21% ⁺ 0.03 Acido Oleico 39.33% ⁺ oW~

Acido Linoleico 39^29% ⁺

__

100%

Tabla 2-5. Perfil de ácidos grasos de semilla de Hualahuises, Nuevo León determinado en un laboratorio

externo (Patel, 2008).

Perfil de Ácidos Grasos

Acido Mirístico C14 0.10%

"lícTdo Palmítico""

Acido Margaroieico C t M 0.10%

"XcTdoFsleyrico CÍ 8 5.20%

ÁcTdoÓTelco ~6WT~~MaO%

. _ ^ _ ^ . _ „ _ „ . 4 5^5 0 0/o

ÁcídolÁraquidico

100%

2.6. EXTRACCIÓN MECÁNICA.

La extracción mecánica consiste literalmente en exprimir la semilla hasta quitarle la mayor cantidad de aceite posible. En África, la maquinaria que utilizan comúnmente es la prensa manual (Figura 2.3). Con este dispositivo puede extraer hasta el 50% del aceite contenido en las semillas. Es un equipo diseñado primordialmente para ambientes rurales en los que no se cuenta con suministro de energía eléctrica. Como utiliza la fuerza humana para llevar a cabo el proceso, tiene un alto costo de operación a nivel industrial.

En la parte más alta de la máquina (1) se realiza un esfuerzo en dirección del suelo. La fuerza de la palanca empuja hacia adelante una cuña (2) y ésta entra al barril (3) en donde se encuentran las semillas que se exprimen. La semilla es colocada inicialmente en la tolva (4) de alimentación.

2. MARCO TEÓRICO

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Figura 2-3. Prensa manual para extracción de aceite de semilla de Jatropha. Fuente: www.iatropha.org

En algunos países, se han desarrollado dispositivos automatizados capaces de extraer hasta 80% del aceite de manera continua y rápida. Comúnmente nombrados "expeller" o "extruder" (figura 2.4), estas prensas de aceite tienen un bajo costo de adquisición y mantenimiento, además de ofrecer una operación sencilla. El elemento principal es el tornillo sinfín (worm en inglés), es el cilindro que se encuentra en el centro del tubo o barril. Este cilindro tiene aletas sobre su superficie las cuales están instaladas con el fin de arrastrar la masa hacia la salida de la prensa. El tornillo aumenta su diámetro conforme se va acercando a la salida para lograr compactar y exprimir la pasta.

Figura 2-4. Diseño básico de la prensa de extracción continua de aceite. Fuente: www.iatropha.org

2.7. EXTRACCIÓN QUÍMICA.

Los avances tecnológicos debido a la persistencia por mejorar la eficiencia de los procesos de producción a gran escala han llevado a la extracción química a ser el método de extracción de aceite más utilizado industrialmente, ya que tiene mejor eficiencia de extracción y existen pocas pérdidas de solvente de extracción ya que puede ser recuperado. El método Soxhlet a nivel laboratorio utiliza un aparato de vidrio con el mismo nombre (figura 2.5). El método Soxhlet, un proceso por lotes o batch, consiste en un ciclo de ebullición y condensación de un solvente afín al aceite, comúnmente hexano. Con este método se utiliza una pequeña cantidad de hexano para extraer aceite, ya que se reutiliza al momento de evaporarlo y después condensándolo para tenerlo de nuevo sin impurezas.

Figura 2-5. Representación del sistema de extracción Soxhlet a escala laboratorio.

2. MARCO TEÓRICO

Inicialmente se llena el aparato Soxhlet con la pasta envuelta en tela. Se llena el matraz bola con el solvente y se calienta con la plancha eléctrica. En su temperatura de punto de ebullición, el solvente llega al condensador, en donde se regresa a su estado líquido y cae como tal para bañar el envoltorio de tela para extraer el aceite. Cuando el aparato Soxhlet se llena de solvente por diferencia de presiones se vacía hacia el matraz bola. Entonces ya es colectada la mezcla de solvente y aceite en el matraz bola y se calienta de nuevo para evaporar el solvente y así continuar con el ciclo.

En el sector industrial, el proceso continuo es el utilizado. Es un proceso igual de

eficiente que el proceso por lotes y es aún más rápido, por lo que los costos de

producción se reducen al tener menos tiempo muerto. La figura 2.6 muestra dos

equipos típicos en la industria para la extracción de aceite. La empresa local,

RAGASA, fabricante del aceite comestible NUTRIOLI, utilizan el proceso continuo

con hexano para extraer 500 toneladas por día de aceite de soya (Perea 2007,

comn. Personal).

2. MARCO TEÓRICO

Figura 2-6. Sistemas industriales de extracción de aceite con solvente.

La extracción de aceite de Jatropha curcas L es un proceso que ha sido estudiado con diferentes variantes. Adrians (2006) realizó una comparación entre la extracción batch y la extracción continua, llegando a la conclusión que el proceso continuo es más económico cuando se realiza a gran escala (arriba de 50 toneladas por día). Sharma y col. (2002) estudiaron el proceso con la adición simultánea de t-butanol y sulfato de amonio a la pasta de Jatropha curcas L, para obtener una extracción del 82% en masa en una hora partiendo de la almendra separada de la testa. Un año más tarde Shah y Sharma (2003) realizaron el mismo procedimiento de adición de t-butanol y sulfato de amonio a la pasta tratada con proteasas de pH9 para obtener la extracción del 9 7 % en masa de aceite en dos horas. Pant et al (2006) realizaron la extracción de aceite con éter petróleo en un equipo soxhlet por 4 horas de destilación continua sin la utilización de tratamiento térmico a la pasta de Jatropha curcas L. Encontraron que el contenido de aceite es de 38% en masa en la almendra.

2.8. PRODUCCIÓN Y CALIDAD DE BIODIESEL A PARTIR DE

JATROPHA CURCASL.

El biodiesel tiene propiedades muy similares que las del diesel de petróleo, pero carece azufre, volviendo innecesarios los procesos de remoción de azufre requeridos para combustible diesel fósil de ultra bajo contenido de azufre. Al- Zuhair (2007) indica que la mejor manera de producir biodiesel a partir de aceite

2. MARCO TEÓRICO

Tabla 2-6. Requerimientos detallados para la calidad de biodiesel (B100).

Propiedad Método Límites Unidades

Punto de ignición D93 93min °C

: Agua y sedimentos D2709 0.05 min % volumen Viscosidad cinemática, 40°C D445 1.9-6.0 mm²/s Cenizas sulfatadas D874 0,020 max % masa Azufre D5453 0.0015 max (15) % masa (ppm) Corrosión en cobre D130 No. 3 max

Número de cetanos D613 47 min

i

Punto nube D2500 Reportar ' " °c Residuo de carbón D4530 0.050 max % masa Número ácido 0.50 max

Glicerina libre D6584 0.020 % masa Glicerina total D6584 0.24 % masa Contenido de fósforo D4951 0.001 max % masa Temperatura de destilación D1160 360 max °C

de Jatropha curcas L es utilizando la enzima lipasa c. rugosa y etanol; de esta manera no se necesita calentar la mezcla de aceite y etanol hasta 60°C, sino que se puede realizar a temperatura ambiente.

La calidad del biodiesel está establecida por la American Society for Testing of Materials (ASTM) en Estados Unidos. En México aún no existe un organismo dedicado a regular la calidad del biodiesel que se estará utilizando en el territorio nacional. Existen rumores que indican que el instituto Mexicano del Petróleo se encargará de dichas regulaciones, pero mientras tanto se utilizarán las normas ASTM.

La norma ASTM que aborda de la calidad del biodiesel de manera general es la ASTM D6751, en la siguiente tabla se muestra el listado de pruebas y las tolerancias que debe cumplir el biodiesel para que sea avalado por ASTM.

2. MARCO TEÓRICO

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2.10. IMPACTO ECOLÓGICO.

2.9. IMPACTO SOCIAL.

La capacidad de la Jatropha curcas L de poder desarrollarse en tierras erosionadas, permite que las comunidades rurales con climas desérticos tengan la posibilidad de cultivarla y así generar un desarrollo económico de las poblaciones.

Una vez dominada la técnica de cultivo y cosecha de los frutos de Jatropha curcas L, y con la entrada de la nueva reglamentación constitucional para el uso de los biocombustibles, será posible que las comunidades rurales tengan un gran desarrollo.

La cultura de mejoramiento del medio ambiente es un aspecto que debe de inculcarse en las personas desde que son niños. Para tener un impacto social positivo y a gran escala es necesario involucrar a todos los habitantes por medio de campañas bien planeadas de beneficio al medio ambiente. Ejemplos de campañas podría mencionarse en España, en el presente año iniciaron con una campaña de recolección de aceite de cocina usado. En Chiapas, el gobierno del estado tiene campañas de cosecha de frutos de Jatropha curcas L silvestre entre las comunidades rurales. Otorgan premios a las comunidades que logren cosechar más frutos.

Otro impacto positivo del uso de Jatropha curcas L es la no competencia que tiene el cultivo con los demás cultivos alimenticios, lo que implica que no entrará en el mercado alimenticio, por lo que el precio no será tan alto como en este mercado.

Esto significa que el uso de biocombustible de Jatropha curcas L no afectará tanto la economía del consumidor ni del país.

2. MARCO TEÓRICO

• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • a

Figura 2-7. Emisión de monóxido de carbono de biodiesel de diferentes materias primas comparadas con diesel de petróleo (Wórgetter 2007).

El uso de biocombustibles en lugar de los combustibles ordinarios de origen mineral tiene la principal ventaja de acortar el ciclo del carbono en un orden de millones de años. Cuando se queman biocombustibles, los gases de la combustión pasan a la atmósfera y los compuestos de carbono son tomados por las plantas que los necesitan para poder subsistir y producir más frutos que serán materia prima para los siguientes lotes de biocombustibles. Cuando se queman productos petrolíferos, los gases de combustión pasan a la atmósfera, parte de los compuestos de carbono son adquiridos por las plantas y parte se acumulan en la atmósfera, creando así el efecto invernadero.

La utilización del metil-ester de ácidos grasos como combustible representa que se emitan menos gases contaminantes que usando diesel de petróleo (Wórgetter 2007). En la figuras 2.7 a 2.9 se muestran algunos datos de emisiones de contaminantes de algunos combustibles. Comparando el biodiesel de Jatropha con los demás biocombustibles de otras materias primas, el biodiesel de Jatropha tiene menor emisión de monóxido de carbono y de hidrocarburos, pero mayor emisión de NOx.

18

2. MARCO TEÓRICO

Figura 2-8. Emisión de hidrocarburos no quemados de biodiesel de diferentes materias primas comparadas con diesel de petróleo (Wórgetter 2007).

Figura 2-9. Emisión de óxidos de nitrógeno de biodiesel de diferentes materias primas comparadas con diesel de petróleo (Wórgetter 2007).

2. MARCO TEÓRICO

2.11. TENDENCIAS EN LA PRODUCCIÓN DE BIODIESEL EN EL MUNDO.

Conforme pasa el tiempo, se incrementa la cantidad de productores de biodiesel en el mundo. El crecimiento en la producción de biodiesel se ha incrementado exponencial menté por año durante los últimos diez años. En Europa, Alemania es el principal productor de Biodiesel con un total de 2 millones de toneladas en el 2005 y 4 millones de toneladas en 2008. En América, Estados Unidos es el mayor productor de biodiesel con 450 millones de galones (1.5 millones de toneladas en 2007).

total producto capadty. 3 700 000 t/a (avsrage ytetd/ha: 1,41 Biodiesel -> 2,6 MM. ha)

2

345

1 ^{III •}

Figura 2-10. Producción de biodiesel en Europa en 2005 y 2006. Fuente: www.biodiesel.org

2. MARCO TEÓRICO

450,000,000 400,000,000 350,000,000 300,000,000 g 250,000,000 o

O 200,000,000

150,000,000 100,000,000 50,000,000

1999 2000 2001 2002 2003 2004 2005 2006 2007 Figura 2-12. Producción de biodiesel en Estados Unidos. Fuente: www.biodiesel.org

2. MARCO TEÓRICO

• ••••••••••••••I

2.12. MARCO LEGAL EN MÉXICO.

En diciembre de 2005, diputados integrantes de la Comisión de Agricultura y Ganadería de la LIX Legislatura de la Cámara de Diputados presentaron la iniciativa con Proyecto de Decreto que expide la Ley para la Promoción y Desarrollo de los Bioenergéticos. En septiembre de 2007, el titular del Poder Ejecutivo Federal realiza algunas observaciones acerca de los puntos redactados en dicha ley. Por consiguiente en febrero de 2008, se aprobó la mencionada ley la cual cubre algunos aspectos interesantes (Ley de Promoción y Desarrollo de los Bioenergéticos, 2008)

• Inclusión de mecanismos para un adecuado desarrollo de mercado. Se abarca el tema del impulso al desarrollo de nuevas tecnologías para la producción de bioenergéticos y el aprovechamiento de la biomasa más allá de su transformación de combustibles líquidos.

• Distinción entre producción y consumo de biocombustibles. Desarrollo agrícola, impulso de una correcta regulación de los biocombustibles. Se define como tendrán que ser los productores y que adecuaciones deben de tener los consumidores para la utilización de los biocombustibles.

• Distribución de competencias entre las dependencias de la administración pública federal. Involucrar a los organismos federales en la regulación de todas las actividades relacionadas con la producción, comercialización y consumo de biocombustibles.

• Introducción gradual de los bioenergéticos al mercado mexicano.

2. MARCO TEÓRICO

• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • a

• Seguridad alimentaria y utilización de maíz para producir bioenergéticos. No debería presentarse la competencia entre la producción de alimentos y la producción de biocombustibles. Se puede producir biodiesel de soya, cañóla, girasol, pero se recomienda utilizar aceites que actualmente no son comestibles, como Jatropha.

• Asignación del gasto público. Se busca contemplar un plan de subsidios al campo mexicano para la producción de biocombustibles.

• Participación en el mercado de bonos de carbono. Entrando a este mercado se podrá obtener un ingreso extra por evitar la emisión de gases contaminantes al medio ambiente.

3 . M E T O D O L O G Í A

3. METODOLOGÍA

3.1. TRATAMIENTO DEL FRUTO.

3.1.1. CONSIDERACIONES DE DISEÑO.

En la actualidad, el tratamiento del fruto previo a la extracción de aceite consiste en la remoción de la cascara del fruto dejando libre a las semillas para su posterior proceso. Es conocido por medio de charlas con gente proveniente de Asia que en los países de este continente, en donde se cultiva la Jatropha curcas L en grandes proporciones, que el proceso de despulpado se realiza manualmente.

Es importante tener un proceso mecanizado capaz de realizar el trabajo de despulpado eficientemente, es decir, rápido y a un bajo costo. Durante el año 2008 se realizó como parte de esta tesis el diseño y la construcción de tal dispositivo y se tuvo la oportunidad de realizar algunas pruebas para medir el desempeño.

Cabe resaltar que las pruebas realizadas se deben considerar como ilustrativas ya que no se obtuvo suficiente estadística como para considerarlas determinantes en el presente estudio, debido a la poca disponibilidad de fruto.

3.1 .2. DISEÑO DE MÁQUINA DESPULPADORA.

El diseño propuesto para la máquina despulpadora de frutos de Jatropha curcas L presentada por Colunga y López (2008), fue diseñada con piezas de acero y lamina de uso general, para no tener dificultad para armarla y que resultara de bajo costo.

3. METODOLOGÍA

Se presenta un diseño en calidad de borrador que fue realizado en el software de dibujo CATIA de Dassault Systemes. A partir de este diseño se contactó con un pailero para elaborar las piezas necesarias para la construcción del dispositivo. La base de la maquinaria está formado por perfiles tubulares rectangulares (PTR) soldados de acuerdo a al dibujo. Las poleas y los rodillos fueron elaborados utilizando un torno y una fresadora ya que se requería que los rodillos tuvieran algún tipo de texturizado en su superficie para ofrecer mayor agarre de los frutos.

Figura 3-1. Se muestra el primer diseño de la máquina despulpadora.

Se realizaron algunos ajustes al diseño durante de la construcción (Figura 3.2), las

poleas se intercambiaron por sprokets de acero elaborados usando fresadora, al

mismo tiempo se utilizó cadena de acero en lugar de banda de goma para mover

las poleas. Se colocó un motor de un caballo de potencia para poder girar los

cilindros a una velocidad de 135 rpm y una rejilla cribadora para realizar la

separación de la cascara de la semilla por tamaño.

3. METODOLOGÍA

Figura 3-2. Se muestra el diseño final de la máquina despulpadora (izquierda) y el diseño de los rodillos y los sprokets con su cadena de acero (derecha).

En la figura anterior también se puede distinguir la tolva de plástico acrílico, por donde entran los frutos. Y la rejilla cribadora, en donde se separan las frutas y las semillas. La cribadora es agitada con el uso de dos motores de corriente directa conectados a una batería de 9 volts. Las dos variables importantes a modificar de una prueba a otra son:

1. La distancia entre los cilindros.

2. La inclinación de la rejilla cribadora.

3.1.3.

METODOLOGÍA DE PRUEBAS.

lllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllllll

Tabla 3-1. Las pruebas realizadas cuentan con los siguientes datos iniciales.

Prueba Origen Peso Velocidad Distancia inic. Inclinación (gr) rodillos, r p m rodillos (mm) inicial rejilla (°)

1

2

3

3.2. TRATAMIENTO DE LA SEMILLA Y EXTRACCIÓN DE ACEITE.

3 . 2 . 1 . PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA.

Pant (2006) realiza la extracción de aceite con éter petróleo en un equipo Soxhlet por 4 horas de destilación continua sin la utilización de tratamiento térmico.

Mediante conversaciones con la industria aceitera, la empresa RAGASA, Se realizaron tres pruebas en total. Frutas de Hualahuises y de Morelia fueron las que se encontraron para realizar las pruebas. En la tabla 3.1 se establece las características de cada lote de frutos usados y las condiciones de operación de la máquina. Se colectó la mayor cantidad de frutos posible para cada prueba que fue realizada de acuerdo al siguiente procedimiento.

1. Pesar los frutos (no importa si están secos o frescos) 2. Se conecta el motor a la corriente eléctrica trifásica.

3. Se vierten los frutos a la máquina por a través de la tolva de acrílico.

4. Recoger las semillas y las cascaras en la salida de cada flujo.

5. Pesar tanto semillas como cascaras para obtener el porcentaje de separación.

6. Si el porcentaje de separación es bajo, volver a introducir las cascaras a la tolva de la máquina para darle un segundo paso de separación.

3. METODOLOGÍA

• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • > • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • •

3.2.2. DESCRIPCIÓN DE PROCESO Y EQUIPO.

3.2.2.1. TRA TAMIENTO PREVIO A LA EXTRACCIÓN

Para comenzar a realizar el estudio, se obtuvieron 6.3kg de semilla de Jatropha curcas, proveniente de las Plantaciones 1 y 2 de Hualahuises. Esta se manejó de manera combinada. Primeramente, fue lavada con una solución diluida de hipoclorito de sodio (NaCIO) para eliminar los microorganismos existentes en la semilla y que podrían favorecer su descomposición. Para esto se utilizó agua no destilada y una fórmula comercial de NaCIO no cuantificada. Después se metió al horno a 60°C durante 5h para su secado, y posteriormente se refrigeró.

La semilla ya seca se molió completa (incluyendo almendra y testa), utilizando una licuadora metálica marca Waring. La molienda se colocó en bolsas y se refrigeró.

Este fue el primer punto de control, y se tomó una muestra de 150g para su análisis. Finalmente, se dio tratamiento térmico a la semilla molida para favorecer la extracción del aceite, así como para reducir los niveles de los factores antinutracéuticos termolábiles (inhibidor de tripsina y lectinas). El procedimiento fabricante del aceite de soya para cocina NUTRIOLI, realizan la extracción usando hexano en proceso continuo. Entonces es importante establecer un método apropiado para determinar el tratamiento térmico adecuado, si es que debe hacerse a las semillas antes de someterlas al proceso de extracción de aceite.

También de cual es el tiempo de residencia suficiente para que las semillas logren soltar la mayor cantidad de aceite. El siguiente experimento fue dividido en dos partes, la primera parte para la evaluación del tiempo de residencia de la pasta dentro del equipo de extracción Soxhlet. La segunda parte evaluará los diferentes tratamientos térmicos y se determinará cual es el óptimo para una mayor extracción de aceite.

3. METODOLOGÍA

que se siguió, se describe en las secciones siguientes, incluyendo los materiales requeridos para el mismo. Este fue el segundo punto de control, tomando otros 150g de muestra.

Materiales y Equipo

1 sartén 1 olla

1 pala de madera

5 charolas para el horno Bolsas de plástico

Procedimiento

Para el tratamiento térmico se siguió una metodología propuesta por Colunga 2008, utilizando las recomendaciones dadas por Tinytech India, un proveedor de equipo para extracción mecánica. Esto se hizo con la intención de simular lo más posible los pasos que se siguen en la industria.

1. Poner agua a hervir en la olla. Por cada 150g se requieren 30 mL.

2. Tomar 150g de semilla y colocarlos en el sartén.

3. Precalentar la semilla a fuego lento durante 5 min.

4. Agregar 30ml_ de agua (30% v/m) y dejar en la estufa durante otros 10 min.

5. Colocar la semilla en charolas (600g)

6. Colocar las charolas llenas en un horno y dejar secar durante 3h.

Materiales Equipo

Agua (no destilada)

Solución comercial de NaCIO (Cloralex) 1 cubeta

1 licuadora metálica Waring 1 horno Electrolux

1 estufa de cocina

3. METODOLOGÍA

3.2.2.2. EXTRACCIÓN

Los 6.33 kg de semilla molida se sometieron a un proceso de extracción con hexano, con el propósito de obtener el aceite contenido en las mismas. De esta cantidad, se utilizaron 320g para realizar pruebas de extracción en Soxhlet, y de esta manera determinar el tiempo de duración de cada lote para dejar a la pasta con un contenido de aceite menor al 1 % .

Con los resultados de la prueba de extracción nos fue posible determinar la cantidad de lotes requeridos para procesar los 6kg de semilla restante, así como realizar una estimación de la cantidad de hexano necesaria para cada lote.

Además se encontró el tiempo que debiera durar el proceso, y la frecuencia de los cambios de solvente.

Algo importante de mencionar, es que se trató de recrear el procedimiento que se utilizaría industrialmente para obtener el aceite. Esto se debe a que el objetivo de los estudios posteriores es evaluar la factibilidad de usar el residuo de extracción como alimento para ganado por medio de un estudio PER ("Protein Efficiency Ratio") (Martínez, 2006). Sin embargo, al no contarse con un método adecuado para simular la extracción mecánica que se utiliza industrialmente para ahorrar solvente, no se llevó a cabo este paso, el cual usualmente ocurre previo al proceso con hexano.

Materiales, Reactivos y Equipos.

Todos los materiales y reactivos a continuación están cuantificados para realizar la extracción de 300g de Jatropha molida, incluyendo tanto la testa como la almendra, y tratada térmicamente con el procedimiento descrito en la sección anterior.

30

3. METODOLOGÍA

Material

1 matraz bola Reactivos

Pellón • 1L de hexano grado industrial

1 probeta 800mL Tijeras

1 embudo (puede ser de papel)

SIN DESTILAR.

Equipo

• 1 extractor Sohxlet

• 1 rotaevaporador

• 1 frasco de vidrio

Procedimiento

Para llevar a cabo la extracción se realizó un escalamiento del procedimiento utilizado para realizar la extracción de 8g de semilla. Esto fue logrado con base en los resultados obtenidos durante una prueba realizada con 320g de semilla.

1. Cortar un cuadro de pellón de acuerdo al tamaño del Soxhlet a utilizar.

2. Comenzar a llenar el filtro con semilla (aprox 100 g.) 3. Colocar el filtro con semilla dentro del Soxhlet.

4. Terminar de llenar el Soxhlet con el resto de la semilla (300g en total).

5. Llenar el Soxhlet con hexano hasta la altura de la flecha amarilla y armar el equipo (Figura 3.3).

6. Llenar el matraz bola con 550 mL de hexano y acoplarlo al equipo.

7. Se deja correr el proceso durante 2 horas, observando la evolución de los ciclos.

8. Descargar la micela hexano-aceite (Figura 3.4).

9. Cambiar el solvente en el matraz bola y volver a realizar los pasos 6 a 8 hasta completar 8h.

lO.Rotaevaporar la micela para separar el hexano del aceite (Figura 3.5).

11. Colocar el aceite en la campana de extracción para eliminar las trazas de hexano.

3. METODOLOGÍA

12. Retirar el filtro con la pasta del Soxhlet, tratando de drenar el hexano residual.

13. Dejar secar la pasta al aire como mínimo un día para evaporar el hexano.

14. Meter la pasta a una estufa sin convección a 70°C durante 36h.

Figura 3-3. Fotografía del aparato de extracción Soxhlet escala laboratorio.

V

Figura 3-5. Fotografía del rotaevaporador marca Büchi utilizado en la prueba.

3.3. MÉTODOS ANALÍTICOS.

3.3.1. PRUEBAS FÍSICAS.

3.3.1.1. DIMENSIONES FÍSICAS.

Para la realización de esta prueba, se requieren al menos 30 unidades del analito (frutos o semillas) que provengan de la misma fuente, y preferentemente de la misma cosecha, para que sean comparables las mediciones. La muestra debe tomarse aleatoriamente para que el análisis tenga validez estadística.

Material

1 calibrador Vernier graduado en cm o mm.

Procedimiento

1. Tomar una muestra de al menos 30 unidades.

2. Medir la longitud más larga del fruto o la semilla.

3. Medir el grosor de la semilla en el ecuador.

4. Medir el ancho de la semilla en el ecuador.

5. En caso de abrir un fruto, contar el número de semillas.

Figura 3-6. Medición del grosor del fruto de Jatropha utilizando un calibrador vernier.

3. METODOLOGÍA

En las siguientes figuras se muestra la referencia que se hace acerca de "largo",

"ancho" y "grosor":

Figura 3-7. Ancho y longitud de la semilla (vista Figura 3-8. Longitud y grosor de la semilla (vista frontal) lateral)

Figura 3-9. Ancho y grosor de la semilla (vista superior).

3.3.1.2. FRACCIONES FÍSICAS.

Para la realización de esta prueba, se requieren al menos 30 unidades del analito (frutos o semillas) que provengan de la misma fuente, y preferentemente de la misma cosecha. Se debe tomar la muestra aleatoriamente para que todos los individuos tengan la oportunidad de ser analizados.

Material

1 balanza analítica con precisión de 0.0001 g.

1 plato de plástico para pesar

3. METODOLOGÍA

3.3.1.3. PESO DE MIL FRUTOS.

Para la realización de esta prueba, se requieren al menos 300 unidades del analito (frutos o semillas) que provengan de la misma fuente, y preferentemente de la

Procedimiento

1. Tomar una muestra de al menos 30 frutos unidades.

2. Revisar que la balanza marque ceros y que esté bien nivelada.

3. Pesar el recipiente y anotar la masa correspondiente a este. (Puede necesitarse posteriormente en caso de tener que realizar correcciones).

4. Tarar el recipiente (ajusfar la balanza a cero). En el caso que solo se analice la semilla, pasar al número 8.

5. Colocar un fruto, ponerlo en el recipiente, y anotar el peso correspondiente.

6. Abrir el fruto para extraer las semillas. Puede utilizarse la ayuda de algún instrumento (p. ej., tijeras o cascanueces) con el respectivo cuidado.

7. Anotar el número de semillas dentro del fruto.

8. Colocar cada una de las semillas en recipiente y anotar el peso correspondiente para cada una.

9. Retirar la testa de cada una de las semillas, con cuidado de no romper la almendra y de no incrustar la testa en la almendra.

10. Colocar cada una de las almendras en el recipiente y anotar el peso correspondiente para cada una.

11. Guardar la cascara, la almendra y la testa en bolsas Ziploc respectivamente identificadas con nombre de la prueba, fecha de la cosecha, material analizado (Ejemplo: Jatropha curcas L ) , tipo de muestra (Ejemplo:

almendra), procedencia de la muestra, y nombre de la persona que realizó el análisis.

12. Realizar los pasos 5-11 para las siguientes dos repeticiones.

13. Utilizar el formato de Excel para calcular los resultados.

3. METODOLOGÍA

3.3.2. ANÁLISIS BROMATOLÓGICOS.

3.3.2.1. HUMEDAD

1. Colocar en la estufa las cápsulas de metal a 100° C +/- 3^o C.

2. Dejarlas 24 horas en la estufa para tararlas

3. Teniendo las cápsulas ya con un peso constante, registrar el peso y la identificación de la capsula.

• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • a

misma cosecha, para que las tres repeticiones (100 frutos cada una) sean comparables.

Materiales

1 balanza analítica 1 plato para pesar

Procedimiento

1. Contar exactamente 100 unidades del analito (fruto o semilla). En algunos casos será necesario pelar el fruto para extraer las 100 semillas a analizar.

2. Revisar que la balanza marque ceros.

3. Pesar el recipiente y anotar la masa correspondiente a este. (Puede necesitarse posteriormente en caso de tener que realizar correcciones).

4. Tarar el recipiente, (ajusfar la balanza a cero).

5. Colocar la muestra en el recipiente y anotar el peso de la muestra.

6. Limpiar el recipiente.

7. Realizar los pasos 1-6 para las siguientes dos repeticiones de 100 unidades cada una.

8. Utilizar el formato de Excel para calcular los resultados.

36

3. METODOLOGÍA

Figura 3-10. Fotografía del desecador usado en la prueba.

Muestras de P r o d u c t o s Cárnicos

1. Colocar en la estufa las cápsulas a 100°C +/- 3°C.

2. Dejarla 24 horas en la estufa para tararlas.

3. Poner en un recipiente arena sílica, luego ponerlas en la estufa para quitarles la humedad.

4. Dejarlas secar durante dos horas. Pasado el tiempo enfriar en el desecador.

5. Registrar el peso y la identificación de la capsula (Peso de la cápsula)

4. Pesar aproximadamente 2gr. de la muestra molida y homogenizada (peso cápsula + muestra húmeda), registrar con exactitud el peso obtenido. En caso de productos líquidos, colocar aproximadamente 1ml. Y posteriormente pesarlos y anotar el peso obtenido.

5. Colocar las cápsulas, utilizando pinzas, en la estufa durante 24hrs a 100° C +/- 3^o C (muestra de Jatropha curcas L estuvieron 48 hrs.)

6. Pasado el tiempo de secado, cubrir las cápsulas estando aun en la estufa y colocarlas en el desecador, permitir que se enfríen a temperatura ambiente aproximadamente por 20-30min (Figura 3.10).

7. Pesar la cápsula y registrarlo (peso cápsula + muestra seca).

3. METODOLOGÍA

• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • •

CÁLCULOS

HM = (Peso cápsula + muestra húmeda) - Peso cápsula MS = (Peso capsula + muestra seca) - Peso cápsula

%Humedad = x 100 MH

* Para Muestras de Productos Cárnicos

HM + arena = (Peso cápsula + muestra húmeda + arena) - Peso cápsula

Arena = (Peso cápsula + muestra húmeda + arena) - (Peso cápsula + muestra húmeda)

MH = (MH + arena) - arena

MS + arena = (Peso cápsula + muestra seca + arena) - Peso cápsula MS = (MS + arena) - arena

%Humedad =^{M H M S} x 100 MH

REPETIBILIDAD

38 6. Pesar con ayuda de la espátula aproximadamente 2gr. de muestra molida

homogenizada y registrar el peso, en la misma cápsula añadir aproximadamente 5g de arena sílica y registrar el peso exacto también (Peso cápsula + muestra húmeda + arena).

7. Colocar las cápsulas en la estufa durante 24hrs a 130°C +/- 3°C.

8. Pasado el tiempo de secado, cubrir la cápsula aun en la estufa y colocarlas en el desecador, permitir que se enfríen a temperatura ambiente aproximadamente por 20-30min.

9. Pesar la cápsula y registrarlo (peso capsula + muestra seca):

Figura 3-11. Fotografía del horno utilizado para Figura 3-12. Muestra de pasta de Jatropha calcinar las muestras. calcinada.

La diferencia máxima permisible entre dos determinaciones, como mínimo efectuadas por el mismo analista con el mismo equipo y la misma muestra no debe de ser mayor de 0 . 1 % , en caso contrario repetir la determinación.

3.3.2.2. CENIZAS

1. Secar y tara el crisol a 100° C +/- 3^o C, durante 24 horas.

2. Sacar y enfriar en el desecador

3. Registrar el peso y la identificación del crisol. (Peso del crisol).

4. Pesar aproximadamente 2gr. de la muestra molida homogenizada (Peso crisol + muestra húmeda), registrar con exactitud el peso obtenido.

5. Colocar el crisol en la mufla durante cuatro a seis horas a 600- C +/- 3°C.

Hasta obtener cenizas blancas.(las muestras de Jatropha estuvieron 5 horas)

6. Transcurrido el tiempo de calcinación, enfriar en la estufa durante una hora y posteriormente en el desecador durante 1 hora (Figura 3-11).

7. Registrar el peso exacto (Peso crisol + muestra calcinada) (Figura 3-12)

3. METODOLOGÍA

Figura 3-13. Imagen del dedal utilizado en la Figura 3-14. Fotografía del destilador de grasa prueba. marca Labonco

CÁLCULOS

MH = (Peso crisol + muestra húmeda) - Peso crisol MC = (Peso crisol + muestra calcinada) - Peso crisol

%Cenizas - M^L

100 MH

3.3.2.3. GRASA (Método Goldfish)

1. Lavar, secar y poner los casos de extracto etéreo en la estufa

2. Dejarlos una hora, sacarlos y ponerlos con ayuda de las pinzas media hora en el desecador

3. Tomarlos con las pinzas y pesarlos, registrando su identificación colocándolos nuevamente en el desecador hasta el momento de ser utilizados. (Peso vaso sin grasa)

4. Tomar la muestra seca con la identificación de la cápsula, pesar la cantidad de la misma que se va a utilizar en la determinación, registrar su peso e identificarla, colocarla en el dedal. (Peso muestra seca)

5. Colocar el dedal dentro de porta dedal para ponerlo en el destilador de grasa.

3. METODOLOGÍA

• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • a

6. Adicionar éter de petróleo al vaso de vidrio para extracto etéreo y enroscarlo en el aparato.

7. Encender el equipo de reflujo de agua y verificar que marque una temperatura de 20°C. Posteriormente encender el equipo goldfisch en interruptor lateral y colocar los reguladores de temperatura en nivel 7.

Observar durante la primera media hora que no hay fugas de éter.

8. Dejar el equipo operando por un periodo de 5 a 6 horas.

9. Apagar el equipo extractor y retirar con cuidado la porta dedal con muestra colocándolo en el desecador.

10. Colocar el dedal de vidrio en la porta dedal con el fin de recuperar la mayor cantidad de éter. Y enroscar nuevamente el vaso para extracto etéreo.

11. Encender nuevamente el equipo en nivel 7. Una vez que se llene el dedal de vidrio con éter, retirarlo y vaciarlo en la botella de recuperación de éter.

Colocar nuevamente el dedal de vidrio en la porta dedal y esperar a que se vuelva a llenar.

12. Una vez que el nivel de éter en el vaso es mínimo, se colocan los interruptores en nivel OFF y se apaga el equipo con el switch derecho.

13. Sacar el vaso de extracto etéreo, colocarlo con la ayuda de las pinzas en la estufa durante media hora, para evaporar el éter.

14. Enfriar el vaso extractor en el desecador

15. Pesar el vaso y registrar el dato. (Peso vaso con grasa)

CÁLCULOS

MS= cantidad de muestra utilizada

PG= Peso vaso con grasa - Peso vaso sin grasa

PG

%GrasaBaseSeca = x 100 MS

3. METODOLOGÍA

%GrasaBaseHúmeda = %GrasaBaseSeca x 100- %Húmedda 100

Productos Cárnicos

MS = Cantidad de muestra utilizada - arena sílica PG = Peso vaso con grasa - Peso vaso son grasa

%GrasaBaseSeca PG MS

xlOO

(

%GrasaBaseHúmeda = %GrasaBaseSeca x 1 0 0 -

V

%Húmedda HX) _J

3.3.2.4. FIBRA CRUDA

1. Pese con aproximación de miligramos de 1 a 2 gramos de la muestra desengrasada y seca. Colóquela en el vaso y adicione 200ml del a solución de acido sulfúrico 1.25% en ebullición.

2. Con la caja petri o vidrio reloj tape el envase de tal manera que no tenga perdida y lleve a ebullición, y adición de antiespumante (glicerina). Déjelo hervir exactamente por 30 min. Moviendo periódicamente el matraz para remover las partículas adheridas a las paredes.

3. Pese el papel filtro previamente tarado durante 24 horas en la estufa de 60° C. Instale el embudo con el papel filtro y precaliéntelo con agua hirviendo. Simultáneamente y al término del tiempo de ebullición, retire el vaso, déjelo reposar por un minuto y filtre cuidadosamente usando succión:

la filtración se debe realizar en menos de 10 min (Figura 3-15).

4. Lave el papel filtro con agua hirviendo.

3. METODOLOGÍA

CÁLCULOS

A = Peso del crisol con el residuo seco (g) B = Peso del crisol con la ceniza (g) C = Peso de la muestra (g)

Contenido de fibra cruda (%) = 100 (A - B)/C

5. Transfiera el residuo al vaso con ayuda de agua caliente. Coloque 200ml de solución de NaOH 1.25% en ebullición y deje hervir 30 min. Como en el paso 2.

6. Filtre cuidadosamente después de dejar reposar el hidrolizado por 1 min.

7. Lave el residuo con alcohol etílico. Coloque el papel en el horno a 60° C por 12 horas y enfríe en desecador.

8. Pese rápidamente los papeles con el residuo (no los manipule) y transfiéralos a crisoles previamente tratados como en el método de determinación de cenizas, colóquelos en la mufla a 600° C por 4 horas, déjelos enfriar en un desecador y pesar nuevamente (Figura 3-16).