SESIÓN V: BIOTECNOLOGÍA

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CUERPO ACADÉMICO DE BIOTECNOLOGÍA ALIMENTARIA Y AMBIENTAL

SESIÓN V: “BIOTECNOLOGÍA”

11:1511:30 Potencial de aplicación biotecnológica de biopelículas in

vitro formadas a partir de muestras de un sitio extremo:

el spa Los Azufres. Marissa Rodríguez Galván

1 11:3011:45 Análisis comparativo de la producción de xilitol por

fermentación de levaduras no convencionales en

medios hidrolizados de semilla de tamarindo. Ricardo,

Martínez Corona

4 11:4512:00 Producción de Bikaverina a partir de Gibberella fujikuroi

cepa CDBB H-984. Gabriela Hinojosa Ventura

6 12:0012:15 Cromatografía de capa delgada aplicada en mucílago

de Opuntia hyptiacantha Sarahí Rodríguez González

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POTENCIAL DE APLICACIÓN BIOTECNOLÓGICA DE BIOPELÍCULAS IN VITRO

FORMADAS A PARTIR DE MUESTRAS DE UN SITIO EXTREMO: EL SPA LOS

AZUFRES

Marissa Rodríguez Galván (1), Elcia Margareth Souza Brito(2), Germán Cuevas-Rodríguez Ing. Ambiental, Div. Ingenierías, Campus Guanajuato, Universidad de Guanajuato, México

[email protected]; [email protected] INTRODUCCIÓN

La actividad industrial en México contamina sus mantos acuíferos sobre todo la que utiliza en su proceso metales pesados. De estos, el cromo, es de especial atención debido a su amplia utilización, y toxicidad, puesto que, en la mayoría de las veces sus no se eliminan los desechos contiendo este metal con las medidas adecuadas de seguridad al medio ambiente t al hombre. Estudios recientes muestran que algunos microorganismos son capaces de transformar (por reacciones de oxido reducción) metales de formas más toxicas a menos toxicas. Esta característica torna promisora la búsqueda de microorganismos de sitios extremos, sobre todo los sitios geotérmicos en donde naturalmente se encuentran elevadas concentraciones de metales. En el Spa Los azufres, del sitio geotérmico Los Azufres, Michoacán, se han observado la formación de biopelículas (Villegas-Negrete, 2010; Sotelo, 2012). En este trabajo se reprodujeron estas biopelículas in vitro utilizando diferentes condiciones de cultivo, y se estudio la capacidad de las mismas para llevar a cabo la biotransformación del Cr(VI). MATERIALES Y MÉTODOS

Muestreo y evaluación físico-química y microbiana in situ: Se eligió como punto de muestreo una fumarola en el Spa los Azufres, Michoacán (19º46'51.7"N y 100º39'23.6"O) que contenía tapetes microbianos incrustados en la roca (0.5 cm a 1 cm de espesor) con aspecto fibroso filiforme de color café claro en la parte superior y en la parte inferior, con una coloración rojiza. La recolección se realizó en el mes de diciembre de 2010, y en condiciones de esterilidad. Los parámetros fisicoquímicos determinados

fueron: oxigeno disuelto, temperatura, conductividad y pH. Para la evaluación microbiológica del sitio se determinaron el conteo de la Unidades Formadoras de Colonias (UFC) y la análisis del Número Más Probable (NMP), además de determinación de la actividad de exoenzimas esterasas. Dichas analices se hizo antes de las 24 h después del muestreo.

Obtención de las biopelículas in vitro: Se utilizó como medio mineral mínimo el agua del sitio estéril, soportes minerales esféricos (esferas de arcilla) de 0.8cm de Ø, enriquecidos con vitaminas y minerales traza, y 1 mL de suspensión de la biopelícula. Estos microcosmos fueron incubados a temperatura ambiente (24°C) por 30 días y en seis condiciones distintas: 3 anaeróbicos (en atmosfera de N2) y 3 aeróbicos, con

diferentes fuentes de carbono y aceptores de electrones: (1) Litotrófico, con el Na2S2O3

(20mM) como la única fuente de energía y el Na2CO3 (1g/L) como fuente de carbono,

aeróbico, y sin agitación; (2) Fototrófico, se utilizó el FeSO4.7H2O 0.5mM y Na2S. 9H2O

(0.5mM) para formar acido sulfhídrico (H2S),

que junto con el Na2S2O3 (5mM) funcionan

como donadores de electrones, y el Na2CO3

(1g/L) como fuente de carbono, expuesto a la luz e en ambiente anaeróbico; (3) Sulfato, con el lactato, piruvato, acetato y glicerol como fuente de carbono (5 mM de cada uno), el FeSO4 (1mM) como donador de

electrones, e incubado en ambiente anaeróbico; (4) Azufre, que también tuvo el lactato, piruvato, acetato y glicerol como fuente de carbono (5 mM de cada uno), pero el S0 (1mM) como donador de electrones, y se incubó en ambiente anaeróbico;(5) Glucosa, con glucosa 10% (p/V) como fuente de carbono y en un ambiente aeróbico

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CUERPO ACADÉMICO DE BIOTECNOLOGÍA ALIMENTARIA Y AMBIENTAL y el (6) Sacarosa compuesto sacarosa10%

(p/v) como fuente de carbono en un ambiente aeróbico.

Determinación colorimétrica de la presencia de biopelículas: inicialmente se dejo crecer en tubos de ensaye por 15 días, después se realizó la tinción de los tubos y de las perlitas con safranina.

Determinación del Cr(VI) por difenil carbacida: Se prepararon 8 frascos por microcosmo con 10 perlitas y 5 mL de medio, se inoculó 2 mL de muestra y se dejó crecer por 15 días, y se adicionó 50 ppm de Cr(VI). Se realizó el análisis hasta el tercer día y de acuerdo al comportamiento mostrado por los diferentes microambiente, se determinó la recolección a los días 0,1, 2, 6, 10 y 15 para los sistemas aeróbicos y para los sistemas anaeróbicos , en 0 24, 38, 40, 41, 42, 43, 44, 46, 48, 72 y 91 h. Se almacenaron a -20°C hasta su análisis posterior.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

La caracterización (fisicoquímica y microbiológica) del sitio de muestreo confirmó que este se encontraba libre de contaminantes, sin embargo, por trabajos anteriores realizados por nuestro equipo se verificaron elevadas concentraciones de mercurio (Villegas-Negrete, 2010).

Se verificó la formación de biopelículas in

vitro en casi todas las condiciones probadas,

a la excepción cuando se utilizó la glucosa. En cuanto a capacidad de transformación del Cr(VI), se verificó la disminución de este en 4 de los 6 sistemas probados (Figura 1). En pruebas preliminares se verificó que en los sistemas aeróbicos la disminución del Cr(VI) es más lenta (después de los 10 días de incubación). Debido a esto para la cinética de disminución en estos sistemas el tiempo de submuestreo, fue ampliado.

El sistema que tuvo una mayor eficiencia de disminución del Cr(VI) del medio fue el 4, es decir, el que medio especifico para las bacterias sulfato reductoras (BSR) con el S0 como donador de electrones (Figura 1A), seguido por el sistema 3 (medio BSR con el SO4

2

- como donador de electrones. Luego fueron los dos sistemas aeróbicos (Figura

1B) 6 y 5 con la sacarosa. Dos sistemas no se pudo cuantificar la disminución del Cr(VI), el 1 y el 2, debido la reacción entre la difenilcarbacida y el medio de cultivo, sin embargo, en estos se observó visualmente la disminución del color amarillo en tan solo 3 días de incubación para el sistema fototrófico (2) y 5 días para el sistema litotrófico (1). Para estos sistemas sería necesario una cuantificación no colorimétrica del Cr(VI).

Figura 1 – Disminución del Cr(VI) en los consorcios bacterianos formadores de biopelículas en sistemas probados. (A) Sistemas anaeróbicos (2,3 y 4) con toma demuestras en 0, 24, 36, 38, 40, 41, 42, 43, 44, 46, 48, 72, 91h. (B) Sistemas aeróbicos(1, 4 y6) con sub muestreo tomados a 0, 24, 48, 144, 240, 360h.

CONCLUSIONES

Los consorcios bacterianos de los tapetes microbianos del sitio geotérmico “Los Azufres” formaron biopelículas in vitro sobre soportes minerales y mostraron capacidad de disminuir el Cr(VI) del medio. A continuación serán verificada la biodiversidad de estos consorcios por técnicas moleculares (TRFLP y librería del gene DNAr 16S). El sistema 4, con medio especifico para las BSR y con el S0 como donador de electrones, fue el que tuvo una mayor eficiencia de disminución del Cr(VI) el cual fue seleccionado para la continuación del trabajo. En ese se buscara reproducción de estas biopelículas en biorreactores, y mejorar las en el sistema para la biotransformación de metales y de metaloides de efluentes contaminados. -50 0 50 100 0 50 100 C once nt raci on de C rV I (ppm )

Tiempo de biotransformación del CrVI

SR SO4 SR S° Foto -40 10 60 0 200 400 C once nt raci on de C r V I (ppm ) Tíempo de biotransformación de Cr VI Lito Glu Sac A B

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AGRADECIMENTOS

Los autores agradecen al DAIP (División de Apoyo a la Investigación y Posgrado) de la Universidad de Guanajuato por apoyo financiero y beca a la estudiante M. Rodriguez-Galvan, y al equipe del Lab. Ecologia Microbiana y Molecular de la Unversidad de Pau et des Pays de L’ Adours (Francia) por el análisis de TRFLP.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. Gutierrez-Negrín, L.C.A. y Quijano-León, J.L. (2004), Geotermia, 17:21-30.

2. Sotelo, I.A (2012) Tesis de Lic. QFB, Uni. Guanajuato, Mexico.

3. Romero, C.H. y col., (2006).

4. Villegas-Negrete, N, (2010), Tesis de Lic. QFB, Uni. Guanajuato, Mexico.

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ANÁLISIS COMPARATIVO DE LA PRODUCCIÓN DE XILITOL POR

FERMENTACIÓN DE LEVADURAS NO CONVENCIONALES EN MEDIOS

HIDROLIZADOS DE SEMILLA DE TAMARINDO

Ricardo, Martínez Corona1,2; Carlos, Cortés Penagos1; María del Carmen, Chávez Parga3; Juan Carlos, González-Hernández2.

1

Posgrados Institucional de Maestría en Ciencias Biológicas, Facultad de Químico Farmacobiología, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. 2Lab. de Bioquímica del Depto. de Ing. Bioquímica del Instituto Tecnológico de Morelia. 3Facultad de Ing. Química, Universidad Michoacana

de San Nicolás de Hidalgo. [email protected] INTRODUCCIÓN

La semilla de tamarindo está compuesta en un 50 a 72 % de un heteropolisacárido ramificado, llamado xiloglucano, compuesto principalmente por D-glucosa, D-xilosa, D-galactosa y L-arabinosa, en una proporción 8: 4: 2: 11. La xilosa es el precursor del xilitol, el cual es un azúcar de gran valor, debido a sus propiedades dietéticas y tecnológicas. Éste es actualmente producido por síntesis química, la cual es muy costosa y produce subproductos indeseables y altamente contaminantes2. Por otro lado, el xilitol puede ser obtenido mediante un proceso fermentativo, usando levaduras que incorporen la xilosa a su metabolismo, como es el caso de Candida guilliermondii, Candida magnoliae y Debaryomyces hansenii3.

MATERIALES Y MÉTODOS

La semilla sin testa se molió, hasta un tamaño de partícula homogéneo. Se sometió a hidrólisis ácida, con ácido nítrico al 3%, e hidrólisis térmica, en autoclave a 121°C durante 20 min. El hidrolizado se centrifugó y filtró para eliminar el residuo sólido. Se ajustó el pH a aproximadamente 5.5 y la concentración de azúcares a 50 g/L; se agregaron sales de fosfato de amonio en proporción de 1 g/L. Se inocularon 100mL de este medio con C.

guilliermondii, C. magnoliae y D. hansenii, y se

incubaron a 180 rpm y 30°C, por 92 h. Se realizaron muestreos cada 4 horas, determinando crecimiento celular, consumo de glucosa y xilosa, producción de xilitol y biomasa, y pH. Los ensayos se realizaron por duplicado.

Se alcanzó una concentración de 86.146 g/L de azúcares reductores en el hidrolizado. Este tuvo una composición de 33.53 g/L de glucosa y 21.28

g/L de xilosa. El ajuste de azúcares reductores a 50 g/L, ocasionó que la concentración de sustrato inicial, xilosa, fuera de 12 g/L aproximadamente. D.

hansenii, no mostró adaptación al medio de cultivo. C. guilliermondii tuvo un consumo gradual de

sustrato, produciendo un máximo de 0.24 g/L de xilitol, concentración final de xilosa de 10.8 g/L y un rendimiento (Yp/s) de 0.20; C. magnoliae produjo un

máximo de 2. 69 g/L de xilitol, concentración final de xilosa de 7.67 g/L y un rendimiento (Yp/s) de

0.62.

El rendimiento (Yp/s) obtenido con C. magnoliae es

similar al obtenido con C. guilliermondii con medio hidrolizado de bagazo de caña (0.63), y superior a los obtenidos con otras fuentes orgánicas de sustrato como paja de arroz (0.52), eucalipto (0.43) y paja de trigo (0.32)4.

CONCLUSIONES

C. magnoliae logró una mayor adaptación al medio

de fermentación formulado con semilla de tamarindo, ya que obtuvo el rendimiento más alto en la producción de xilitol.

5. Kaur, G.; Nagpal, A.; Kaur B. 2006. Tamarind.

Science Tech Entrepreneur, c/o Shri. I.S.

Sandhu (Comdt BSF Retd)

6. Venegas Córdoba, Isleny Andrea; Yepes Pérez, María del Socorro; Ruiz Villadiego, Orlando Simón. 2004. Producción de Xilitol a Partir de Levaduras Nativas Colombianas. Revista Colombiana de Biotecnología, Vol.VI No.2,

Colombia.

7. Ghindea, Raluca; Csutak, Ortansa; Stoica, Ileana; Tanase, Ana-Maria; Vassu, Tatiana. 2010. Production of Xylitol by Yeasts.

(6)

Romanian Biotechnological Letters, Vol. 15 No.

3.

8. Martinez, E. A.; Villarreal, M. L. M.; Almeida e Silva, J. B.; Solenzal, A. I. N.; Canilha, L.; Mussatto, S. I. 2002. Uso de las diferentes materias primas para la producción Biotecnológica de Xilitol. Ciencia y Tecnología

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PRODUCCIÓN DE BIKAVERINA A PARTIR DE Gibberellafujikuroi

Cepa CDBB H-984

Gabriela Hinojosa Ventura1, Ma. del Carmen Chávez Parga1, Juan Carlos González Hernández2,

1

Departamento de Ingeniería Química, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo Francisco J. Mujica S/N. Morelia, Michoacán, CP 58030., México.

2

Departamento de Ingeniería Bioquímica, Instituto Tecnológico de Morelia

Av. Tecnológico # 1500 Colonia Lomas de Santiaguito, Morelia, Michoacán, CP 58120., México. [email protected]

INTRODUCCIÓN

Bikaverina es de interés biotecnológico debido a su propiedades biológicas, entre las cuales, su actividad antibiótica específicamente contra

Leishmaniabrasiliensis(1,3), es activa como agente antitumoral contra diferentes poblaciones de células tumorales. Cincuenta por ciento de la dosis es efectiva en el carcinoma de Ehrlich ascitis (EAC), la leucemia y el sarcoma(2,3). Es importante conocer los requerimientos nutrimentales y las variables de operación que permitan a Gibberellafujikuroi producir una mayor cantidad de bikaverina. El objetivo de ésta investigación es analizar el efecto de la concentración inicial de nitrógeno y concentración inicial de dextrosa en la producción de bikaverina mediante la cepa G.

fujikuroi cepa CDBB H-984 a nivel matraz.

Se utilizó la cepa CDBB H-984 del hongo G.

fujikuroi(Colección de Cepas del Departamento

de Biotecnología y Bioingeniería, CINVESTAV-IPN, México). El hongo se siembra por estría en agar PDA, después se suspende en medio de cultivo líquido. Se propaga por un período de 40 horas a 29ºC con una agitación de 250 rpm. La fermentación se lleva a cabo por un período de 96 h y cada 12 h se determina: la concentración de azúcares reductores por el método del ácido dinitrosalicilico (DNS) en un espectrofotómetro JENWAY 6320D, la concentración de nitrógeno amoniacal por la técnica de análisis colorimétrico de NH4; la concentración de

biomasa que se determina por el método del peso seco y finalmente la concentración de bikaverina que se determina por espectrofotometría, tanto en la biomasa como en el caldo de cultivo.

RESULTADOS

En este trabajo se estudiaron el efecto del carbono y del nitrógeno para la evaluación del crecimiento de biomasa y la producción de bikaverina. Se probaron dos fuentes de carbono (dextrosa y sacarosa) y dos fuentes de nitrógeno (NH4NO3yNH4Cl). Se realizó un diseño

experimental 22para las diferentes combinaciones de sustratos, mediante el programa estadístico STATGRAPHICS plus. En los siguientes resultados se muestra un análisis de varianza para cada uno de los sistemas así como los diagramas de Pareto para el análisis del factor que tenga mayor significancia.

Tabla 1. Análisis de Varianza (ANOVA) para el sistema 1:dextrosa-nitrato de amonio.

Tabla 2. ANOVA para el sistema 2: dextrosa-cloruro de amonio. FUENTE SC G L CM F Valor P A:dextrosa 3.38 1 3.38 1.75 0.277 B: NH4Cl 35.78 1 35.78 18.58 0.023 AB 1.92 1 1.92 1 0.391 Blocks 8.405 1 8.40 4.36 0.322 Error total 5.77 3 1.92 Total (corr.) 55.27 7 FUENTE SC G L CM F Valor P A:dextrosa 7.60 1 7.60 20.01 0.020 B: NH4NO3 63.61 1 63.61 167.3 0.001 AB 5.15 1 5.15 13.56 0.034 Blocks 0.53 1 0.53 1.40 0.322 Error total 1.14 3 0.380 Total (corr.) 78.04 7

(8)

Tabla 3. ANOVA para el sistema 3: sacarosa-nitrato de amonio. FUENTE SC G L CM F Valor P A:sacarosa 7.31 1 7.31 73.02 0.0034 B: NH4NO3 59.78 1 59.78 596.8 0.000 AB 3.21 1 3.21 32.07 0.01 Blocks 0.18 1 0.18 1.89 0.263 Error total 0.30 3 0.10 Total (corr.) 70.80 7

Tabla 4. ANOVA para el sistema 4: sacarosa-cloruro de amonio. FUENTE SC G L CM F Valor P A:sacarosa 2.749 51 1 2.749 51 48.77 0.0034 B: NH4Cl 31.48 1 31.48 596.8 0.0002 AB 0.55 1 0.55 32.07 0.0516 Blocks 0.73 1 0.73 1.89 0.0363 Error total 0.16 3 0.056 Total (corr.) 35.69 7

Figura 1. Diagrama de Pareto para el sistema 1:dextrosa-nitrato de amonio

Figura 2. Diagrama de Pareto para elsistema 2: dextrosa-cloruro de amonio

Figura 3. Diagrama de Pareto para elsistema 3: sacarosa-nitrato de amonio

Figura 4. Diagrama de Pareto para elsistema 4: sacarosa-cloruro de amonio

DISCUSIÓN DE RESULTADOS

En el análisis de varianza y en los diagramas de Pareto se puede observar que el factor que tiene una mayor significancia en el crecimiento de biomasa es el nitrógeno, comparando ambas fuentes el nitrato de amonio es el

Standardized Pareto Chart for biomasa

Standardized effect

0 3 6 9 12 15

AB A:dextrosa B:NH4NO3

Standardized Pareto Chart for biomasa

Standardized effect

0 1 2 3 4 5

AB A:dextrosa B:cloruro

Standardized Pareto Chart for biomasa

Standardized effect

0 5 10 15 20 25

AB A:sacarosa B:NH4NO3

Standardized Pareto Chart for biomasa

Standardized effect

0 4 8 12 16 20 24

AB A:sacarosa B:NH4Cl

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CUERPO ACADÉMICO DE BIOTECNOLOGÍA ALIMENTARIA Y AMBIENTAL sustrato que favorece al mayor crecimiento de

biomasa. La fuente de carbono también es un factor significante a excepción del sistema 2 (dextros-cloruro de amonio), en menor proporción que la fuente de nitrógeno. La dextrosa nos da una mayor concentración de biomasa que la sacarosa. Para los cuatro sistemas la tendencia es similar, los niveles altos de ambas fuentes favorecen el crecimiento de biomasa.

CONCLUSIONES

En este trabajo se identificó la mayor cantidad de biomasa producida por el hongo g. fujikuroi utilizando dos fuentes de carbono (dextrosa y sacarosa) y diferentes niveles de concentración para cada azúcar y para el NH4NO3. Se observó

mayor crecimiento de biomasa para dextrosa que para sacarosa como fuente de carbono y a concentraciones altas de ambos factores (20 g/l de dextrosa y 1.2 g/l de NH4NO3) se obtuvo una

concentración de biomasa de 11.8 g/l.

En la producción de bikaverina se requiere de 2 fases, la primera es hacer crecer el hongo y la segunda fase es la producción de la bikaverina. En este trabajo se estudió la primera fase que tiene como objetivo obtener la mayor cantidad de biomasa.

1. Balan, J.; Fuska J.; Kuhr I. y Kuhrová V. (1970). Bikaverin, an Antibiotic from

Gibberellafujikuroi, effective against

Leishmaniabrasiliensis.Folia

Microbiologica.15:479-484.

2. Henderson F., Battell L. M., Zombor, Fuska J. (1977).Effects of bikaverin on purine nucleotide

synthesis and catabolism in ehrlich ascites tumor cells in vitro.BiochemycalPharmacology.

26:1973-1977.

3. Limón M.C., Rodríguez O. R., Avalos J. (2010).Bikaverin production and applications

.

ApplMicrobiolBiotechnol. 87:21–29.

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CROMATOGRAFÍA DE CAPA DELGADA APLICADA EN LA CARACTERIZACIÓN

DE MUCÍLAGO DE Opuntia hyptiacantha

Sarahí, Rodríguez González1*; Héctor Eduardo, Martínez Flores1; Lourdes I., Macías Rodríguez2; Carla Karina, Chávez Moreno1.

1

Programa Institucional de Maestría en Ciencias Biológicas, Facultad de Químico Farmacobiología,

2

Instituto de Investigación de Ciencias Químico biológicas, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo.

*[email protected] INTRODUCCIÓN

En el estado de Michoacán se han registrado 20 especies de Opuntia (Segura et al., 2009), Entre las especies silvestres se han identificado: Opuntia hyptiacantha, O. atropes,

O. joconostle, O. streptacantha y O. tomentosa

(Bravo-Hollis, 1978), las cuales han sido poco estudiadas, pero representan un gran potencial para su estudio y caracterización ya que podrían traer grandes beneficios tecnológicos, económicos, sociales y culturales (Sáenz et al., 2006).

Las pencas de nopal excretan una sustancia “viscosa” llamada mucílago, es uno de los componentes más importantes ya que forma parte de la fibra dietética (FD) del nopal (Gibson y Nobel, 1990), es un polisacárido fibroso, altamente ramificado con azúcares y ac. Uronicos. Debido a su conformación polimérica y sus propiedades reológicas y funcionales los mucílagos representan compuestos de gran interés para la investigación y el desarrollo de productos en el sector industrial de alimentos y farmacia. Por lo tanto, es muy importante caracterizar químicamente el polisacárido (mucílago) de O. hyptiacantha, para determinar sus componentes a fin de establecer sus posibles aplicaciones, para esto se debe de asegurar que la extracción del mucílago sea la adecuada y no afecte la estructura nativa del polisacárido.

La extracción del mucílago de Opuntia

hyptiacantha se efectuó mediante el método de

extracción de Opuntia ficus indica desarrollado por Rodríguez-González (2010) a partir de las técnicas de Forni et al. (1994) con las sugerencias de Medina-Torres y col. (2000) citado por Arizmendi en el 2004, y modificado

por Zavala-Mendoza (2012). Las variables de modificación del método fueron: Relación nopal/H2O, tiempo y temperatura de

calentamiento. Para verificar si el polisacárido está presente en la muestra extraída a 65°C, 75°C y 83°C (2 h.) relación nopal/H2O (1:2,

W/V) (Zavala-Mendoza, 2012), y comprobar si la temperatura de extracción afecta a la estructura del mucílago (aparición de monosacáridos libres) se realizó una cromatografía de capa delgada (TLC), esto se realizó con y sin lavados previos del nopal en H2O desionizada. Por otra parte, también se

realizó la TLC de los lavados del nopal, y comprobar si estos contienen monosacáridos libres, y eliminarlos antes de la extracción. La TLC se llevó a cabo de acuerdo a Ribeiro et al., 2010. Posteriormente, se modificó la relación de nopal/H2O (sin H2O, 1:1, 1:2), así como el

tiempo de extracción (0 min., 1 h y 2 h) y se corrió las TLC de cada extracción antes de precipitar con etanol al 96%. Después, se llevó a cabo la extracción con H2O (1:1), con etanol

al 50% (1:1), con etanol al 80% (1:1) (todas estas sin temperatura y tiempo de extracción) y se corrieron las TLC antes de precipitar con etanol al 96% y de los precipitados en polvo de estos mismos. Y por último se corrió en una misma placa, para comparar, la TLC del mucílago en polvo extraído con etanol al 50 y 80% (1:1), y del mucílago en polvo extraído según el método de Zavala-Mendoza (2012) (relación nopal/H2O 1:8, a 83 °C por 2 h.) y del

mucílago extraído de acuerdo al método de Rodríguez-González (2010) (relación nopal/H2O

1:2, a 83 °C por 1 h.)

Los resultados de la primer corrida de TLC, indican que hubo presencia de monosacaridos

(11)

CUERPO ACADÉMICO DE BIOTECNOLOGÍA ALIMENTARIA Y AMBIENTAL (mayoritariamente Xilosa), así como las

presencia de ac. Urónicos, aunque tambien se encontró la presencia del polisacarido en menor cantidad, tanto en las corridas con lavados y sin lavados previos. Se observó que en la extraccion a temperatura ambiente con y sin lavados, resultó con menor concentracion de monosacáridos y ac. Urónicos (Fig. 1). Lo cual indica que la temperatura si afectó a la estruactura del mucílago. En la TLC de los lavados del nopal no hubo presencia de monosacáridos, polisacarido, ni ac. Uronicos. En los resultados de la TLC de la modificación de la relación nopal/H2O y tiempo de extracción

(Fig. 2) hubo presencia de monosacaridos y del polisacarido, aunque la mancha menos concentrada fué en la corrida del mucílago con extracción nopal/H2O 1:2 (W/V) pero, esto se

puede deber a que hay menos conentración de monosacáridos ya que hay más cantidad de H2O, por lo tanto, esto no quiere decir que

efectivamente haya menos concentración de monosacáridos en esta extracción, así que, se decidió que la relación nopal/H2O debe ser 1:1

para obtener resultados más confiables. Y en las corridas de TLC del tiempo de extracción, la corrida a 0 min. Fué menos concentrada que las otras dos (Fig. 3). En los siguientes resultados, hubo presencia tanto de monosacáridos como del polisacárido, aunque con H2O resultó menos concentración que con

etanol al 50 y 80%, esto es de mucílago antes de precipitar con etanol al 96% (Fig. 4), pero al llevar a cabo las TLC de estas con mucílago precipitado en polvo, en la extracción con etanol al 50 y 80% no hubo presencia de monosacáridos ni ac. Urónicos, pero si del polisacárido (Fig. 5). Al comparar las TLC de estas extracciones con las de los métodos mencionados en metodología se observó que en el mucílago estraído por estos métodos, al contrario, si hubo presencia de monosacáridos y ac. urónicos adémas del polisacárido (Fig. 6).

(12)

CONCLUSIONES

La presencia de monosacáridos y ac. uronicos se debe posiblemente a la temperatura y tiempo de extracción, así como al solvente utilizado (etanol); este último es un factor importante ya que disuelve a los monosacáridos y ac. Urónicos libres, que al momento de precipitar con etanol al 96% no permite que estos sean precipitados junto con el polisacarido, por lo tanto, sólo precipita el mucílago sin la presencia de estos.

1. Bravo-Hollis, H. 1978. Las cactáceas de México. 2ª ed. Vol.1, U.N.A.M. México.

2. Gibson, C. A. Nobel, S. P. 1990.The cactus primer. First Harvard University Press paperback edition. 196- 199 pp.

3. Ribeiro, E. M. O., Silva, N. H., Lima, F. J. L., Brito, J. Z., Silva, M. P. C. 2010. Study of carbohydrates present in the cladodes of

Opuntia ficus-indica (fodder palm), according to

age and season”. Ciencia y Tecnología de Alimentos, 30(4): 933-939.

4. Rodríguez-González, S. y Martínez-Flores H. E., 2010. Efecto de la incorporación de mucílago de nopal sobre las propiedades sensoriales y texturales de una pasta a base de

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