Resistencia a Antimicrobianos

Estudios de interacción de la enzima de la bacteria Proteus mirabilis PmGST con diferentes clases de antibióticos, permiten postular un posible papel de la enzima en la resistencia a estos fármacos. Primero, la eficiencia de un número de compuestos antimicrobianos disminuyó notablemente en presencia de la enzima, demostrado por el aumento de los valores de la concentración mínima inhibitoria (Favaloro et al., 1998). Por el contrario, se ha observado que las GSTs de organismos mamíferos no tuvieron efecto sobre la resistencia antibióticos (Allocati et al., 2009). En segundo lugar, los estudios sobre la interacción de PmGST con varios antibióticos indicaron que la enzima secuestraba compuestos antimicrobianos con alta afinidad (Perito et al., 1996). Además del papel de la conjugación de GSH en la resistencia a los antibióticos (Arca et al., 1990), estas enzimas también pueden unir antibióticos (Favaloro et al., 1998). La primera vez que se mostró evidencia de la presencia y actividad de GST en bacterias fue en 1981 en una cepa de E. coli (Allocati et al., 2009).

El efecto de 18 diferentes antibióticos como inhibidores de la actividad de PmGST utilizando CDNB y GSH como sustratos, también se midió. Cuatro de ellos, minociclina, tetraciclina, rifamicina y nitrofurantoína fueron inhibidores fuertes con valores de IC50

entre 49 y 140 µM. Además, PmGST mostró una acción protectora in vivo contra los antibióticos (Allocati et al., 2001). Un aumento en los niveles de PmGST fue observado

34 cuando las bacterias crecieron en presencia de fármacos (Allocati et al., 2003). Además, las pruebas de viabilidad mostraron que una cepa mutante de P. mirabilis sin GST era más sensible a antibióticos que la bacteria silvestre. Finalmente, el análisis de los datos cristalográficos reveló la presencia de una cavidad hidrofóbica ubicada en la interfaz del dímero, lo suficientemente grande como para unir moléculas antibacterianas (Allocati et al., 2009).

Fosfomicina ([1R, 2S] - [1,2-epoxipropil] -fosfónico) es un antibiótico bactericida de amplio espectro efectivo contra bacterias Gram-negativas y Gram-positivas. La fosfomicina inhibe la enzima MurA (UDP-NAG enolpiruvil-transferasa). El gen de resistencia es principalmente cromosómico, pero otros genes de resistencia también se han encontrado en plásmidos transmisibles (Nilsson et al., 2003). La resistencia a la fosfomicina se puede lograr por varios mecanismos diferentes, incluida la disminución de la aceptación del antibiótico, sobreexpresión o mutación de MurA, y modificación enzimática del antibiótico. FosA, FosB y FosX representan tres distintas clases de enzimas que inactivan a la fosfomicina mediante la adición al anillo de oxirano del antibiótico de GSH, L-cisteína o un grupo hidroxilo, respectivamente (Allocati et al., 2009).

FosA fue identificado originalmente en cepas de plásmidos de resistencia a fosfomicina obtenidos de aislamientos bacterianos (Arca, Hardisson, y Suarez 1990). La inactivación de fosfomicina se produjo por la formación de un aducto entre su átomo de carbono 1 y el grupo sulfhidrilo del GSH, que resulta en la apertura del anillo epóxido del antibiótico. La reacción fue catalizada por una enzima que se refirió como una GST. Cuando se purificó y caracterizó, está enzima no se unió a la matriz de GSH-agarosa y no catalizó la reacción entre GSH y CDNB, lo que indica que esta proteína tiene diferentes propiedades a las GST canónicas. La enzima es un homodímero de 32 kDa y su actividad depende de la adición del catión Mn⁺² (Arca, Hardisson, y Suarez 1990). En estudios posteriores, se demostró que FosA es una metalo-glutatión transferasa, miembros de la superfamilia de quelatos de oxígeno (Nerino Allocati et al. 2009). Además, se demostró que cada subunidad del homodímero contiene un centro mononuclear Mn⁺² que interactúa fuertemente con el

35 antibiótico y también que la enzima requiere una catión monovalente K⁺ para una actividad catalítica óptima (Bernat et al., 1997).

FosB fue identificado originalmente en cepas de Staphylococcus sp. resistentes a fosfomicina y los genes fueron codificados por plásmidos (Zilhao y Courvalin, 1990). Un segundo tipo de FosB fue identificado en el genoma de una cepa de Bacillus subtilis y posteriormente caracterizado. La proteína es una metilotiol transferasa dimérica relacionada con FosA. FosB usa una cisteína en lugar de GSH como donador de tiol y es menos eficiente que FosA (Cao et al., 2001).

FosX es una epóxido hidrolasa específica de fosfomicina dependiente de Mn⁺², que cataliza la adición de una molécula de agua a fosfomicina, lo que lo inactiva. Las dos enzimas se mostraron con diferencias funcionales significativas. FosX es un buen catalizador y es responsable de la alta resistencia a la fosfomicina (Stourman et al. 2003).

Por el contrario, FosX de Mesorhizobium loti produce una resistencia moderada al antibiótico y, consistentemente, sus constantes cinéticas son más bajas que para FosX de Listeria. Adicionalmente, FosX de M. loti también cataliza la adición de GSH al antibiótico, aunque con baja eficiencia. Las estructuras de FosX están estrechamente relacionadas y la superposición con FosA de Pseudomonas aeruginosa muestra un gran grado de similitud (Rife et al., 2002). A diferencia de FosA, las enzimas no contienen un sitio de unión a iones K⁺ cerca del sitio activo.

Un nuevo mecanismo de inactivación de fosfomicina fue descrito en una cepa de Pseudomonas syringae resistente a la fosfomicina (Garciaet et al., 1995). La bacteria produjo una enzima llamada FosC, que inactivó el antibiótico utilizando ATP en presencia de Mg⁺² para fosforilarlo. Este hallazgo fue corroborado por alineamientos de secuencia que resaltan una región de homología entre FosC y la unión de Mg-ATP (Allocati et al.

2009).

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