Matrices electrohiladas híbridas de PCL/quitosano con vidrio bioactivo para

Distribución del diámetro de las fibras de la muestra PCL-BG30 (derecha). Distribución del diámetro de las fibras de la muestra PCL-Q-BG30 (derecha).

Introducción

Curado de heridas

Las fibras naturales del ECM tienen diámetros en el rango de 50 a 500 nanómetros y para obtener fibras de este orden de magnitud se han utilizado tecnologías como la separación de fases, el autoensamblaje molecular y el electrohilado. Esquema de nanofibras como apósito y propiedades relevantes para el tratamiento de heridas: adaptación al contorno de la herida, administración de fármacos.

Ingeniera de tejidos

Otras cualidades deseables son una buena adaptabilidad a cada paciente y la posibilidad de realizar el procesamiento del material a escala industrial de forma rentable [6]. El electrohilado es el método más investigado para la obtención de membranas fibrosas porque permite producir de forma rentable fibras nanométricas continuas con una alta relación superficie/volumen.

Electrohilado

• Parámetros del electrohilado

Diámetro de la aguja: el diámetro interno de la aguja o capilar afecta la morfología de las fibras electrohiladas. La reducción del diámetro interno de la aguja reduce la formación de defectos y el diámetro de la fibra.

Polímeros

Los biopolímeros son difíciles de electrohilar debido a problemas de solubilidad, por lo que normalmente se mezclan en bajas cantidades con polímeros sintéticos para obtener una buena solubilidad y complementar las propiedades mecánicas y químicas [1, 5].

Biomateriales

Solventes benignos

Además, son compatibles con una amplia gama de disolventes, lo que los hace aptos para el electrohilado. El uso de disolventes benignos es respetuoso con el medio ambiente, aumenta la seguridad del trabajo de laboratorio y permite una fácil gestión de residuos [21].

Policaprolactona

Los productos de degradación ácida bajan el pH en zonas cercanas al material, lo que puede provocar reacciones adversas, por lo que se han incorporado vidrio bioactivo o fosfatos cálcicos para controlar la degradación del PCL y estabilizar el pH. PCL es soluble en una amplia variedad de solventes y tiene buena miscibilidad con otros polímeros, y puede usarse para mejorar el electrohilado de varios biopolímeros. Las fibras PCL electrohiladas se generaron con disolventes como cloroformo, diclorometano, metanol o una mezcla de estos disolventes.

De manera similar, las fibras de PCL se han obtenido utilizando ácido acético (AA), ácido fórmico (FA), agua y acetona como solventes que se consideran solventes benignos [25].

Quitosano

Este origen provoca la variabilidad fisicoquímica del quitosano con la fuente de extracción. La Figura 1-12 muestra la estructura de la quitina y el quitosano. El peso molecular del quitosano normalmente oscila entre 300 y 1000 kDa, y la DD oscila entre 60 y 100%, dependiendo de la fuente y el procesamiento [26]. La presencia de grupos amino en el quitosano, producto de la desacetilación, le confiere muchas propiedades interesantes.

El segundo mecanismo implica la inhibición de la síntesis de ARN, también producto de la interacción de grupos amino cargados positivamente [26].

Vidrios bioactivos

Por otro lado, estos vidrios pueden tener propiedades antibacterianas debido a la liberación de cationes durante su disolución y a un aumento local del pH. Un ejemplo exitoso de esto es el vidrio 13-93, que recibió la aprobación de la FDA y está listo para uso clínico en Estados Unidos y Europa [33]. Se han desarrollado materiales compuestos por polímeros bioactivos y vidrios para su uso en medicina regenerativa, ya que su estructura orgánica e inorgánica permite adquirir propiedades similares a las de los tejidos humanos.

Este se produce por la liberación de cationes que generan un ambiente alcalino que contrarresta los productos ácidos liberados durante la degradación de los poliésteres y evita la autoaceleración de la degradación.

Objetivos

Sin embargo, estos materiales suelen proponerse para situaciones que no requieren elevados esfuerzos mecánicos debido a su baja resistencia mecánica. Asimismo, la producción de estos materiales utilizando polímeros naturales ha permitido obtener materiales biocompatibles que favorecen la adhesión y proliferación celular [35]. Además, esto puede evitar que el pH en la zona cercana al material alcance valores perjudiciales para el tejido [35].

Materiales

Por otro lado, el uso de biovidrios junto con poliésteres como el PCL puede reducir la tasa de degradación del polímero. Para la prueba de degradación se utilizó una solución de fluido corporal simulada a una temperatura de 37°C, preparada en el mismo instituto. La prueba de caracterización antibacteriana se realizó utilizando una cepa de Staphylococcus aureus (ACTCC25923) y Escherichia coli (ACTCC25922).

El medio de cultivo agar nutritivo (Luria/Miller, X969.1) y el caldo lisógeno (Luria/Miller, 6673.1) utilizados fueron suministrados por Carl Roth Gmbh (Karlsruhe, Alemania).

Métodos

• Fabricación de las membranas
• Preparación de las soluciones
• Electrohilado
• Caracterización morfológica
• Caracterización superficial
• Espectroscopía infrarroja por Transformada de Fourier (FTIR)
• Ángulo de contacto (CA)
• Caracterización térmica
• Análisis termogravimétrico (TGA)
• Caracterización mecánica
• Evaluación de la bioactividad acelular
• Evaluación de la actividad antibacterial

Para la preparación de una membrana compuesta, después de agitar durante 24 horas, se añadió la cantidad predeterminada de vidrio y la solución se agitó durante otros 10 minutos. En el caso de la mezcla con vidrio bioactivo 13-93, se añadió después de 72 horas con agitación en una proporción de 15 o 30% p/p a la cantidad de polímero en la solución. La bioactividad in vitro de las membranas seleccionadas (PCL AA/FA, PCL-BG30, PCL-Q y PCL-Q-BG30) se evaluó sumergiendo las muestras en un medio fisiológico simulado (SBF).

La actividad antibacteriana de las membranas PCL AA/FA, PCL-BG30, PCL-Q y PCL-Q-BG30 se probó con S.

Resultados y discusión

Fabricación de las membranas electrohiladas

Inicialmente, se prepararon suspensiones bacterianas para ambas cepas en medio Lysogeny Bouillon a 37°C y se dejaron reposar durante 24 horas. Las muestras se sumergieron en medio Lysogeny Broth y se agregaron a cada una 20 µl de la suspensión bacteriana. Se utilizaron como blanco y referencia, respectivamente, el medio Caldo de Lisogenia y la suspensión de bacterias en el medio.

Otra situación observada durante el electrohilado de soluciones que contienen quitosano fue una lenta acumulación de material en la punta de la aguja, como se ilustra en la Figura 5-2.

Caracterización morfológica

Con un aumento en la cantidad de vidrio en la solución, se observa un aumento en el diámetro de las fibras. Este aumento del diámetro de la fibra se debe al aumento de la viscosidad de la solución de electrohilado debido a las partículas incorporadas. En las micrografías SEM de las muestras PCL-BG15 y PCL-BG30 presentadas en la Figura 5-12, se puede observar una fina red de fibras ubicadas entre las principales.

La adición de partículas de vidrio 13-93 generó en PCL-BG15 muestras de áreas con mayor densidad de fibra, posiblemente debido al aumento en la conductividad de áreas del colector con mayor cantidad de vidrio.

Caracterización superficial

• Espectroscopía infrarroja por Transformada de Fourier (FTIR)
• Ángulo de contacto

En el caso de la muestra PCL-Q-BG15 se observa un nuevo pico a 1710 cm-1, que en el caso de las muestras PCL-Q y PCL-Q-BG30 se manifiesta como un ensanchamiento del pico correspondiente al carbonilo del Espectro PCL. Estos picos del espectro de biovidrio 13-93 no aparecieron en los espectros de las muestras compuestas, sólo se observa una ligera superposición a 960 cm-1 para las muestras de 30% Ppol. La Figura 5-15 muestra los valores medidos del ángulo de contacto para las muestras estudiadas.

El ángulo de contacto de las muestras de quitosano no se pudo medir porque la gota depositada fue absorbida gradualmente por la membrana de electrogiro hasta que se volvió indetectable sin alcanzar un valor de equilibrio.

Caracterización térmica

• Análisis termogravimétrico (TGA)

Finalmente, la muestra compuesta PCL-Q-BG30 sufrió inicialmente una mayor pérdida de humedad de casi el 8% del peso de la muestra y un 4% más que la muestra PCL-Q. Por lo tanto, el peso real de polímero y vidrio en la muestra se subestima en una cantidad comparable a la diferencia en la humedad absorbida y debe tenerse en cuenta al comparar la cantidad de 13-93 vidrio en esta muestra. Teniendo en cuenta la diferencia de humedad, se puede observar que la cantidad de Bioglass 13-93 en la muestra PCL-Q-BG30 es del 3,6%, lo que corresponde al 10% de la cantidad añadida a la solución, como se muestra en la figura. . Figura 5-18.

Esta diferencia con el valor incorporado a la solución puede deberse a la decantación del vidrio bioactivo en la jeringa durante el electrohilado.

Caracterización mecánica

La muestra que contiene PCL-Q-quitosano muestra una fragilidad significativa en comparación con la muestra PCL AA/FA, con una disminución significativa de la deformación máxima obtenida en un orden de magnitud menor y un aumento de la rigidez de la membrana, manifestado en el aumento del módulo de Young. . Prasad y colaboradores informaron un comportamiento similar y se debe a la mayor rigidez de las cadenas de quitosano debido a los anillos de sacáridos [52]. Módulo de Young (E), resistencia a la tracción (TS) y deformación máxima de PCL AA/FA, PCL-BG30 y PCL-Q.

Bioactividad acelular

Micrografías SEM de las matrices electrohiladas: PCLAA/FA, PCL-BG30, PCL-Q y PCL-Q-BG30: antes de la inmersión en SBF (izquierda), 1 día (centro) y 3 días de inmersión (derecha). Este comportamiento se puede observar principalmente en las micrografías SEM de las muestras PCL AA/FA y, en menor medida, en las fibras PCL-BG30 (Figura 5-24). Análisis EDS de muestras PCL-BG30 (izquierda) y PCL-Q-BG30 (derecha) después de 7 días de inmersión en SBF.

Análisis EDS de las muestras PCL-BG30 (izquierda) y PCL-Q-BG30 (derecha) después de 14 días de inmersión en SBF.

Actividad antibacterial

Esto puede deberse a la lenta disolución de las partículas de biovidrio porque estaban incrustadas en las fibras y el vidrio 13-93 no está dopado con un catión antibacteriano específico para este fin. Esto puede explicar la ausencia de actividad antibacteriana observada con el quitosano, ya que el pH del caldo de cultivo celular es inicialmente neutro, lo que resulta en una baja protonación de las cadenas [53, 55]. Las reacciones responsables de la actividad antibacteriana del quitosano se producen durante el contacto de las moléculas poliméricas con la membrana celular, por lo que el estado físico del quitosano es otro factor determinante.

En el caso de matrices nanofibrosas, el quitosano en estado sólido solo puede contactar superficialmente, por lo que es deseable una alta superficie de membranas electrohiladas, que depende de la morfología de las fibras [53].

Conclusiones

Por tanto, este mecanismo puede estar activo en las condiciones de prueba, pero su efecto puede verse inhibido por posibles cationes que puedan originarse en la solución de vidrio bioactivo en el caso de la muestra PCL-Q-BG30 o en el propio medio. En conclusión, se demostró que las matrices derivadas de PCL con quitosano y partículas de vidrio 13-93 son bioactivas, nanofibrosas, hidrófilas y potencialmente útiles en ingeniería de tejidos y curación de heridas.

Trabajo futuro

Mo, “Electrospun nanofiber scaffolds for soft and hard tissue regeneration,” Journal of Materials Science & Technology, vol. Ndesendo, "A review of the effect of processing variables on the fabrication of electrospun nanofibers for drug delivery applications," Journal of Nanomaterials, vol. Zhao, «Fabrication and Characterization of Electrospun Polycaprolactone Blended with Chitosan-Gelatin Complex Nanofibrous Mats», Journal of Nanomaterials, vol.

Ansari, «Toplotna analiza karakterizacije polikaprolaktona (PCL) – Chitosan Scaffold for Tissue Engineering,» International Journal of Scientific Research Engineering & Technology, vol.