UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERÚ FACULTAD DE INGENIERÍA EN INDUSTRIAS
ALIMENTARIAS
TÍTULO DE LA TESIS
NANOENCAPSULACIÓN POR GELIFICACIÓN IÓNICA DE POLIFENOLES A PARTIR DE RESIDUOS DE ALCACHOFA (Cynara scolymus L.) ASISTIDAS
POR ULTRASONIDO
PRESENTADO POR EL BACHILLER:
PACHECO VALENZUELA, JOSÉ ALBERTO
Para Optar El Título Profesional de:
INGENIERO EN INDUSTRIAS ALIMENTARIAS
HUANCAYO-PERÚ 2020
1 JURADO EXAMINADOR
Dr. AMADEO HERMES ROSALES PAPA Presidente
Dr. CLARA RAQUEL ESPINOZA SILVA Jurado
Dr. MIGUEL ANGEL QUISPE SOLANO Jurado
M.Sc. CARLOS GUILLERMO SEGUIL MIRONES Jurado
M. Sc. LISVE VILCAPOMA URETA Secretaria
2 Asesor
Dr. Miguel Angel Quispe Solano
3 DEDICATORIA
Dedicó este trabajo a Dios que me ha permitido la vida y llegar a este momento tan importante en mi formación profesional con la fortaleza y perseverancia para terminar este proyecto de investigación, A mi madre Martha, por ser el pilar más importante en mi vida. A mi padre José, que me mira desde el cielo, sé que este momento es muy importante para ti. A mi tío David, por los consejos y su gran apoyo incondicional para lograr todas mis metas propuestas. Y finalmente a mi querido hermano Julio.
4 AGRADECIMIENTOS
A mí madre que siempre está a mi lado dándome la fuerza y apoyo incondicional para poder lograr mis objetivos.
Al Dr. Quispe Solano Miguel Angel como director del proyecto, por la oportunidad de integrar el equipo de investigación y brindándome su asesoramiento, su amistad y apoyo constante e incondicional para el logro los objetivos de este trabajo de investigación.
A la Dra. Espinoza Silva Clara Raquel, por la orientación, confianza y concejos durante esta investigación.
Al fondo de investigación del CANON MINERO - UNCP que me permitió desarrollar y alcanzar los objetivos del presente trabajo de investigación.
A mis docentes, por brindarme sus experiencia y conocimientos profesionales.
Finalmente, a la colaboración desinteresada de compañeros de laboratorio que hicieron más amena la estadía.
5 ÍNDICE
Pág.
DEDICATORIA ... 3
AGRADECIMIENTOS ... 4
ÍNDICE ... 5
ÍNDICE DE TABLAS ... 9
ÍNDICE DE FIGURAS ... 11
RESUMEN ... 14
I. INTRODUCCIÓN ... 15
II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA ... 17
2.1. ANTECEDENTES ... 17
2.2 BASE TEORICA ... 20
2.2.1 ALCACHOFA (Cynara scolymus L.) ... 20
A. Origen ... 20
B. Características botánicas ... 20
C. Características taxonómicas ... 21
D. Composición ... 21
E. Variedades ... 21
F. Valorización de los subproductos alcachofa. ... 22
2.2.2 POLIFENOLES ... 23
A. Diversidad estructural y clasificación de los polifenoles. ... 23
B. Fuentes alimenticias comunes de polifenoles. ... 25
C. Polifenoles en los residuos de la alcachofa ... 27
D. Propiedades fisicoquímicas de los polifenoles. ... 27
E. Estabilidad de los polifenoles ... 30
2.2.3 INFLUENCIA DE LOS FACTORES EN LA ESTABILIDAD DE LOS POLIFENOLES ... 32
A. pH ... 32
6
B. Temperatura ... 33
C. Oxígeno ... 34
D. Iones metálicos ... 34
E. Luz ... 35
2.2.4. TECNOLOGÍAS DE PROCESAMIENTO QUE AFECTAN EN LA ESTABILIDAD DE LOS POLIFENOLES. ... 35
A. tratamiento térmico ... 35
B. Liofilización ... 36
2.2.5 EXTRACCIÓN DE POLIFENOLES ... 37
A. Tecnologías emergentes en la extracción de polifenoles ... 37
B. Extracción asistida por ultrasonido (EAU) ... 38
2.2.6. CAPACIDAD ANTIOXIDANTE ... 40
2.2.7. ENCAPSULACIÓN DE POLIFENOLES ... 41
A. Nanoencapsulación por gelificación iónica ... 42
2.2.8. METODOLOGIA SUPERFICIE RESPUESTA (MSR) ... 42
A. Diseño central compuesto DCC ... 43
B. Diseños factoriales fraccionados (2k-1) ... 44
III. MATERIALES Y MÉTODOS ... 45
3.1. Lugar de ejecución ... 45
3.2. Materia prima ... 45
3.2.2. Procedencia ... 45
3.2.1. Unidad experimental ... 45
3.3. Materiales, reactivos y equipos ... 45
3.3.1. Materiales: ... 45
3.3.2. Reactivos: ... 46
3.3.4. Equipos: ... 47
3.3.5. Otros materiales: ... 47
3.4. Métodos ... 48
7 3.4.1. Método de Caracterización física de la harina de brácteas de alcachofa.
... 48
3.4.2. Acondicionamiento de la materia prima. ... 48
3.4.3. Extracción asistida por ultrasonido (EAU) de polifenoles de los residuos de alcachofa. ... 48
3.4.4. Nanoencapsulación de compuestos fenólicos. ... 49
3.4.6. Cuantificación de polifenoles y actividad antioxidante. ... 49
3.4.7. Caracterización de los nanoencapsulados. ... 50
3.5. Diseño experimental ... 51
3.5.1. Diseño compuesto central (DCC): ... 51
3.5.2. Diseño factorial fraccional 25-1 ... 53
3.6. Optimización ... 53
3.7. Validación de condiciones optimizadas y modelos predictivos ... 55
3.8. Análisis estadístico ... 55
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES ... 56
4.1. Caracterización de las brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) secadas por liofilización. ... 56
4.2. Extracción asistida por ultrasonido de polifenoles de las brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) ... 56
4.2.1. Modelos polinomiales de segundo orden. ... 62
4.2.2. Adecuación de los modelos. ... 62
4.2.3. Efectos de las variables de extracción de brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) ... 68
4.2.4. Determinación y validación de condiciones óptimas. ... 78
4.3. Nanoencapsulación del extracto de polifenoles de brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) por gelificación iónica. ... 79
4.3.1. Adecuación del modelo. ... 83
4.3.2. Efectos de las variables de la nanoencapsulación de polifenoles de brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) ... 86
4.3.3. Determinación y validación de condiciones óptimas. ... 93
8 4.4. Caracterización de las nanocápsulas físicas y fisicoquímicas de polifenoles de
brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) por gelificación iónica. ... 94
V. CONCLUSIONES ... 96
VI. RECOMENDACIONES ... 97
VII. BIBLIOGRÁFIA ... 98
III. ANEXOS ... 110
ANEXO 1: Métodos ... 110
A. Método para la cuantificación de fenoles totales ... 110
B. Método para la cuantificación de capacidad antioxidante DPPH, ... 113
C. Método ABTS para la determinación de la capacidad antioxidante ... 116
Cálculo de contenido de capacidad antioxidante: ... 119
ANEXO 2: Cálculos ... 120
A. Extracción asistida por ultrasonido (EAU): ... 120
B. Nanoencapsulación por gelificación iónica ... 120
ANEXO 3: Análisis DLS y SEM (tamaño de partícula, el potencial Z, el índice de polidispersión (IPD) - Universidad Nacional de Ingeniería, Lima. ... 121
A. Tamaño de partícula ... 121
B. Índice de polidispersión (IPD) ... 122
C. Análisis de potencial zeta ... 123
ANEXO 3: Fotos ... 126
9 ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Morfología de la alcachofa ... 20
Tabla 2. Características taxonómicas. ... 21
Tabla 3. Composición químico proximal de alcachofa fresca, variedad criolla serrana en 100 g de Porción Comestible ... 21
Tabla 4. Variedades tipo semiperennes de alcachofa a nivel mundial. ... 22
Tabla 5. Variedades tipo anual de alcachofa a nivel mundial ... 22
Tabla 6. Características principales, ventajas y desventajas de las tecnologías de extracción novedosas y convencionales. ... 38
Tabla 7. Factores y niveles propuestos para la extracción de polifenoles asistida por ultrasonido mediante MSR (superficie respuesta) por diseño central compuesto en las caras (CCC). ... 52
Tabla 8. Factores y niveles propuestos para la obtención de nanopartículas de quitosano mediante un diseño factorial fracionado 25-1 por MSR (superficie respuesta) ... 53
Tabla 9. Caracterización de las brácteas de alcachofa (Cynara scolymus L.) secadas por liofilización. ... 56
Tabla 10. Diseño Central Compuesto en las caras (CCC) de tres factores con tres niveles y observación de respuestas bajo diferentes condiciones experimentales. ... 57
Tabla 11. Adecuación de modelos ... 58
Tabla 12. ANOVA para la superficie de respuesta del rendimiento de contenido total de polifenoles (mg EAG/g bracteas) y DPPH (mg TE/g) de los EAU de residuos de alcachofa y Capacidad antioxidante equivalente en trolox (CAET). ... 60
Tabla 13. Valores pronosticados y experimentales de las respuestas en condiciones óptimas ... 79
Tabla 14. Diseño Experimental Factorial Fraccional 25-1y observación de respuestas bajo diferentes condiciones experimentales. ... 80
Tabla 15. ANOVA para la eficiencia de encapsulación (% E-cap) del contenido total de polifenoles. ... 82
Tabla 16. Valores pronosticados y experimentales de las respuestas en condiciones óptimas ... 94
Tabla 17. Caracterización física de las nanocápsulas ... 94
Tabla 18. Caracterización físicoquimicas de las nanocápsulas ... 94
Tabla 19. Concentraciones de ácido gálico. ... 111
10
Tabla 20. Preparación de la curva estándar ... 111
Tabla 21. Lectura de absorbancia para la curva de ácido gálico ... 112
Tabla 22. Concentraciones de trolox DPPH ... 114
Tabla 23. Curva de calibración trolox DPPH. ... 115
Tabla 24. Concentraciones de trolox ABTS ... 117
Tabla 25. Curva de calibración trolox ABTS ... 118
Tabla 26. Resultados del índice de polidispersión (IPD) ... 122
Tabla 27. Resultados del potencial Z. ... 124
11 ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Diferentes clasificaciones de los polifenoles de las plantas y las clases polifenólicos basan en el número de anillos de fenol y sus elementos estructurales. . 24 Figura 2. Clasificación química de los polifenoles en relación con algunas de sus fuentes dietéticas comunes. ... 26 Figura 3. Propiedades y mecanismos de la actividad antioxidante de los polifenoles en dependencia de su estructura funcional fenol básica. ... 29 Figura 4. La epimerización entre las catequinas de par, (-) - EGCG y (-) - GCG. ... 31 Figura 5. Auto-oxidación del proceso de catecol. ... 32 Figura 6. La configuración y el mecanismo de acción de la Extracción Asistida por Ultrasonido. ... 40 Figura 7. Interacción electroestática entre quitosano y TPP. ... 42 Figura 8. Diseños compuestos centrales para la optimización de: a) dos variables y b) tres variables. (●) Puntos de diseño factorial, (○) puntos axiales y (□) punto central. . 43 Figura 9. Diagnóstico entre los valores experimentales y predichos para la cantidad de polifenoles totales CPT (A), la actividad de eliminación de radicales DPPH (B) y capacidad antioxidante equivalente en trolox CAET (C). ... 64 Figura 10. Gráfico de residuos internamente estudiados para para la cantidad de polifenoles totales CPT (A), la actividad de eliminación de radicales DPPH (B) y capacidad antioxidante equivalente en trolox CAET (C). ... 66 Figura 11. Gráfica de probabilidad normal para la cantidad de polifenoles totales (CPT) (A), la actividad de eliminación de radicales DPPH (B) y capacidad antioxidante equivalente en trolox CAET (C). ... 68 Figura 12. Gráficos de superficie de respuesta (3D) del contenido de polifenoles totales (CPT) en función de la interacción significativa entre factores; (A) La amplitud de radiación y concentración de etanol, (B) concentración de etanol y tiempo; (C) La amplitud de radiación y tiempo de extracción ... 71 Figura 13. Gráficos de superficie de respuesta (3D) de la actividad de eliminación de radicales DPPH en función de la interacción significativa entre factores; (A) La amplitud de radiación y concentración de etanol, (B) concentración de etanol y tiempo; (C) La amplitud de radiación y tiempo de extracción. ... 74 Figura 14. Gráficos de superficie de respuesta (3D) de la capacidad antioxidante equivalente en trolox (CAET) en función de la interacción significativa entre factores; (A) La amplitud de radiación y concentración de etanol, (B) concentración de etanol y tiempo; (C) La amplitud de radiación y tiempo de extracción. ... 76
12 Figura 15. Función de deseabilidad para la abundancia de contenido de polifenoles totales (CPT), la actividad de eliminación de radicales DPPH y la capacidad antioxidante equivalente en trolox (CAET) de los extractos de residuos de alcachofa en función de aa amplitud de radiación (%), concentración de etanol (% v/v) y tiempo de extracción
(min). ... 77
Figura 16. Diagrama de Pareto para en el porcentaje de encapsulación de polifenoles de residuos de alcachofa. ... 81
Figura 17. Diagnóstico entre los valores experimentales y predichos para el porcentaje de eficiencia de encapsulación de polifenoles totales. ... 84
Figura 18. Gráfico de residuos internamente estudiados para el porcentaje de eficiencia de encapsulación de polifenoles totales. ... 85
Figura 19. Gráfica de probabilidad normal para el porcentaje de eficiencia de encapsulación de polifenoles totales. ... 86
Figura 20. Gráficos de interacción (2D) de % E-cap en función de la interacción significativa entre factores; (A) Concentración de quitosano, (B) Concentración de TPP; (C) Relación de Q/TPP y (D) pH. ... 89
Figura 21. Gráficos de superficie respuesta de las interacciones (3D) de % E-cap en función de la interacción significativa entre factores. (A) Q - Q/TPP, (B) Q -pH; (C) Q- sonicación; (D) TPP- pH; (E) Q/TPP- pH; (F) Q/TPP- sonicación; (G) pH- sonicación. ... 93
Figura 22. Curva estándar de ácido gálico. ... 112
Figura 23. Curva de calibración trolox equivalente DPPH. ... 115
Figura 24. Curva de calibración trolox equivalente ABTS. ... 118
Figura 25. Parámetros para análisis DLS (tamaño de partícula, el índice de polidispersión (IPD). ... 121
Figura 26. Histograma del DLS ... 122
Figura 27. Sumario de datos optenidos ... 122
Figura 28. Parámetros para análisis DLS (potencial Z) ... 123
Figura 29. Gráfico Zeta Potencial vs Power (3 corridas): ... 124
Figura 30. Microscopio en el microscopio de barrido electrónico ... 125
Figura 31. Campos de cultivos de alcachofa de la ciudad de concepción. ... 126
Figura 32. Alcachofa (Cynara scolymus L.) variedad criolla. ... 126
Figura 33. Pelado de brácteas ... 126
Figura 34. Residuos (brácteas) ... 126
Figura 35. Secado por liofilización. ... 127
Figura 36. Secado por liofilización protegido de la luz. ... 127
13
Figura 37. Brácteas liofilizadas. ... 127
Figura 38. Pulverizado de los residuos (brácteas) de alcachofa. ... 127
Figura 39. Tamizado Malla N° 30 Mesh. ... 128
Figura 40. Unidad experimental (harina de brácteas de alcachofa). ... 128
Figura 41. Extracción por ultrasonido (EAU) ... 128
Figura 42. Extracto de polifenoles de brácteas de alcachofa con impurezas ... 128
Figura 43. Centrifugado del extracto de polifenoles. ... 129
Figura 44. Filtrado del extracto polifenoles. ... 129
Figura 45. Concentrado del extracto de polifenoles de residuos (brácteas) de alcachofa. ... 129
Figura 46. Extracto de polifenoles de brácteas de alcachofa concentrado. ... 129
Figura 47. Análisis de los diferentes tratamientos de extracción asistido por ultrasonido de residuos (brácteas) de alcachofa por ultrasonido. ... 130
Figura 48. Extracción del tratamiento óptimo. ... 130
Figura 49. Extracto con el mayor rendimiento de polifenoles y capacidad antioxidante. ... 130
Figura 50. Estructura para la nanoencapsulación de polifenoles. ... 130
Figura 51. Nanoencapsulación de polifenoles de residuos de alcachofa por gelificación iónica ... 131
Figura 52. Nanoencapsulados de residuos de alcachofa centrifugados ... 131
Figura 53. Nanoencapsulados secados por liofilización. ... 131
Figura 54. Medición de resultados de nanoencapsualdos en el espectrofotómetro . 131 Figura 55. Preparación de la curvas estándares. ... 132
Figura 56. Celdas con la preparación de la curva estándar de ácido gálico. ... 132
Figura 57. Celdas con la preparación de la curva estándar de trolox con Actividad de eliminación de radicales DPPH. ... 132
Figura 58. Celdas con la preparación de la curva estándar de trolox con Capacidad antioxidante equivalente (ABTS) ... 132
Figura 59. Análisis físicos a brácteas de alcachofa ... 133
Figura 60. Análisis DLS (tamaño de partícula, el potencial Z, el índice de polidispersión (IPD)- UNI. ... 133
Figura 61. Análisis microscopio de barrido electrónico (SEM) tamaño de partícula. 133 Figura 62.Vista de la nanopartícula en el microscopio de barrido electrónico ... 133
14 RESUMEN
Los residuos de alcachofa son una fuente rica de polifenoles, estos son susceptibles y no tienen una buena estabilidad a largo plazo. La investigación busca aprovechar y conservar estos bioactivos. Se utilizó dos diseños experimentales, el central compuesto en la cara (CCC) y factorial fraccionado 25-1. Se evaluaron las variables de extracción asistida por ultrasonido (EAU): Amplitud de radiación, concentración de etanol y tiempo de extracción, mediante la metodología de superficie respuesta (MSR), para optimizar el contenido de polifenoles totales (CPT), la actividad de eliminación de radicales DPPH y capacidad antioxidante equivalente en trolox (CAET). En la nanoencapsulación por gelificación iónica: Concentración de quitosano (Q), tripolifosfato de sodio (TPP), relación de Q/TPP, pH y tiempo de sonicación, para maximizar la eficiencia de nanoencapsulación (% E-cap) de polifenoles. Finalmente, las nanocápsulas con mayor
% E-cap, se caracterizó el tamaño de partícula, potencial Z, índice de polidispersión (IPD) y capacidad antioxidante. Se realizó un análisis de regresión multivariable para desarrollar modelos polinomiales con alto coeficiente de determinación (R2 > 0,98). Las condiciones óptimas de extracción fueron amplitud de radiación 97 %, concentración de etanol 53 % y tiempo de extracción 9,7 minutos. En estas condiciones, se determinaron los valores experimentales 25,13 ± 0,030 mg EAG/g para CPT, 39,79 ± 0,014 mM TE para DPPH y 33,98 ± 0,030 mM TE de CAET. En la nanoencapsulación Q (0,28 %), TPP (0,29 %), Q/TPP (5/1), pH (4,9) y tiempo de sonicación (4,79 min), para estas condiciones se determinó una % E-cap de 69,9 %± 0,67.
15 I. INTRODUCCIÓN
La alcachofa (Cynara scolymus L.) es parte de la familia de las Asteraceae, planta herbácea perenne, robusta, con un crecimiento vigoroso, las partes que habitualmente se consumen son en su mayoría las cabezas de las plantas parte interna de la flor (Ceccarelli et al., 2010; Kollia, Markaki, Zoumpoulakis, & Proestos, 2017). Este alimento era muy apreciado por los antiguos romanos y griegos debido a sus efectos sobre la salud. Se originó en la Europa mediterránea, pero también se cultiva en el norte de África y los Estados Unidos (California), en los países asiáticos como China y en América del sur (María José Frutos, Ruiz-Cano, Valero-Cases, & Zamora, 2019). En Perú se encuentra en los valles como Lima, La Libertad, Ica, Ayacucho, Huancavelica y Junín (valle del Mantaro) predominando la variedad criolla carnosa y con espinas. Se generan grandes cantidades de residuos orgánicos aproximadamente un 70 % de la biomasa total de la planta (López-Molina et al., 2005). Este material se compone principalmente de los tallos y las brácteas. Estas no son aptas para el consumo y se desechan, además que generar un costo adicional para los productores y del impacto ambiental. En los últimos años, se han hecho intentos para encontrar un uso para este tipo de residuos (G. Pandino, Lombardo, Mauromicale, & Williamson, 2011). En el examen de la composición de los residuos de alcachofa revela que es una rica de inulina, fibra y minerales, además de ser rica en polifenoles (Ruiz-Cano et al., 2014).
Muchos estudios han demostrado que la alcachofa tiene importantes propiedades medicinales, incluyendo antioxidante, anticancerígeno, antigenotóxico, reductor del colesterol, hepatoprotector, expulsor de bilis, diurético, antiinflamatorio y efectos antiobesidad, así como antifúngico, anti-VIH y antibacteriano (Cho et al., 2010;
Miadokova et al., 2008; Pandey & Rizvi, 2009). Los principales polifenoles en alcachofa son ácidos cafeoilquínicos, un grupo de ésteres de ácidos quínico y cafeico, pero muchos otros compuestos bioactivos, tales como derivados de luteolina y apigenina (G.
Pandino et al., 2011; Ruiz-Cano et al., 2014). El ácido clorogénico, cinarina (ácido 1,5- dicafeoilquínico), luteolina 7-O-rutinósido y luteolina 7-O-glucósido son los polifenoles predominantes en subproductos como en las brácteas y los tallos (Negro et al., 2012).
Por lo tanto, es importante buscar nuevas alternativas para la recuperación y conservación de polifenoles de los residuos de alcachofa. La extracción asistida por ultrasonido (EAU) es un método de extracción ideal, ya que se utiliza comúnmente hoy en día en tecnología de los alimentos como un sustituto de la técnica de extracción convencional para mejorar la recuperación de compuestos bioactivos como los polifenoles, es un método ambientalmente amigable, ideal para producir altas cantidades de compuestos bioactivos con un tiempo de más corto y a un costo
16 económico (Chemat, Zill-e-Huma, & Khan, 2011). Esta técnica se ha aplicado en varios alimentos ricos en polifenoles o subproductos como uvas (Carrera, Ruiz-Rodríguez, Palma, & Barroso, 2012), Espinacas (Altemimi, Choudhary, Watson, & Lightfoot, 2015), granos de café (Al-Dhabi, Ponmurugan, & Maran Jeganathan, 2017) y así también como en alcachofas (Kollia et al., 2017; Rabelo, MacHado, Martínez, & Hubinger, 2016).
Resaltando que los polifenoles de residuos de alcachofa son un interés emergente en el área alimentaria y biomédica. A pesar de la presencia de valiosos elementos de promoción de la salud, se ha presentado poca atención hasta ahora. En particular, estudios sobre la optimización del proceso de extracción y nanoencapsulación para la recuperación y conservación de polifenoles de residuos de alcachofa por técnicas emergente. La hipótesis planteada fue que la implementación de ultrasonido en la extracción y nanoencapsulación por gelificación iónica, tendrán una reacción favorable en las características físicas y fisicoquímicas de las nanocápsulas obtenidas a partir de los residuos de la alcachofa (Cynara scolymus L.). Para llevar a cabo este estudio de se evaluaron dos diseños experimentales el diseño central compuesto en la cara (CCC) y un diseño factorial fraccionado 25-1.
Objetivo general:
• Obtener los nanoencapsulados por gelificación iónica de polifenoles a partir de los residuos de alcachofa (Cynara scolymus L.) asistidas por ultrasonido.
Objetivos específicos:
• Optimizar el proceso de extracción por ultrasonido por efecto de amplitud de radiación, concentración de etanol y tiempo de extracción para obtener la mayor retención de compuestos fenólicos y capacidad antioxidante a partir de residuos de alcachofa (Cynara scolymus L.)
• Optimizar el proceso de nanoencapsulación por gelificación iónica por efecto de la concentración de quitosano, tripolifosfato de sodio, la relación de Q/TPP, pH y tiempo de sonicación para maximizar la eficiencia de nanoencapsulación de polifenoles a partir de los residuos de alcachofa (Cynara scolymus L.).
• Establecer el tamaño de partícula, el potencial Z, el índice de polidispersión (IPD) y capacidad antioxidante de las nanopartículas con mayor rendimiento de encapsulación de polifenoles a partir de los residuos de alcachofa (Cynara scolymus L.).
17 II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1. ANTECEDENTES
Siguiendo la línea de investigación según Kollia, Markaki, Zoumpoulakis, & Proestos, (2017), investigaron la Actividad antioxidante de los extractos de Cynara scolymus L. y Cynara cardunculus L. obtenidos mediante diferentes técnicas de extracción, en la que se extrajeron y compararon extractos de diferentes partes (cabezas, brácteas y tallos) de Cynara cardunculus L. (cardo) y Cynara scolymus L. (alcachofa de globo), obtenidos mediante dos técnicas de extracción diferentes, extracción asistida por ultrasonido y extracción clásica para determinar su contenido fenólico total y su actividad antioxidante. Además, se analizaron las infusiones de las partes de la planta y se compararon con las muestras mencionadas anteriormente. Los resultados mostraron que el extracto obtenido por extracción asistida por ultrasonido (EAU) mostró los valores más altos de contenido de polifenoles totales 1,57 mg equivalente de ácido gálico (EAG)/g de peso fresco, la mayor actividad de barrido de DPPH (IC50; 0,91 mg/ml) y la mayor capacidad de barrido de radicales ABTS 2,08 mg de equivalente de trolox (TE)/g en comparación con las infusiones y otros extractos estudiados. Además, mostrando que la técnica de extracción asistida por ultrasonido es más apropiada y efectiva para la extracción de compuestos fenólicos.
Así también Rabelo, MacHado, Martínez, & Hubinger, (2016), evaluaron la Extracción asistida por ultrasonido y nanofiltración de compuestos fenólicos de desechos sólidos de alcachofa, este estudio tuvo como objetivo evaluar el potencial del proceso secuencial basado en el uso de extracción ultrasonido y la tecnología de membranas para la recuperación fenólico. En la etapa de extracción, se evaluó la composición del disolvente y potencia de ultrasonidos para entender su impacto en el contenido fenólico y la capacidad antioxidante. También se observó los mayores rendimientos para los extractos con mayor contenido de etanol 50 y 75 %. Para los extractos con 50 % de etanol con una retención de ácido clorogénico mayor que 95 %. También nos dicen que La condición de proceso más adecuado para obtener los rendimientos más altos fenólicos era la extracción con etanol al 50 % y una potencia de ultrasonidos de 240 W.
De la misma manera (Saleh et al., 2016) investigaron un posible mecanismo general para la extracción asistida por ultrasonido (EAU) sugerido a partir de los resultados de los EAU de ácido clorogénico de hojas de Cynara scolymus L.
(alcachofa), en la que demostraron que el uso de la extracción asistida por ultrasonido tiene mejores resultados para la extracción de ácido clorogénico a partir de hojas de
18 alcachofa las obtuvieron a temperatura ambiente usando una sonda de 20 kHz durante 15 minutos o un agua de 40 kHz baño durante 60 min. El rendimiento de ácido clorogénico disminuyó en una exposición más larga a sonicación con el 20 kHz sonda.
la extracción asistida por ultrasonido demostró ser una técnica más eficaz que las extracciones convencionales con maceraciones, de ebullición y el uso de un Soxhlet para la extracción de los polifenoles a partir de Cynara scolymus L. dejadas con un disolvente de 80/20 de metanol/agua.
Por otro lado Lamarra, Rivero, & Pinotti, (2016) investigaron el diseño de nanopartículas a base de quitosano funcionales con ácido gálico, donde los parámetros de diseño fueron optimizados a través de un modelo por superficie respuesta mediante el análisis del potencial zeta (PZ) y la eficiencia de encapsulación (% E-cap). Las nanopartículas se prepararon mediante gelificación ionotrópica utilizando tripolifosfato de sodio (TPP), en diferentes concentraciones de quitosano (Q), relación quitosano y ácido gálico. La metodología de deseabilidad global permitió encontrar la formulación óptima que incluía Q de 0,76 % (p/p), Q/TPP de 5 y 37 mg GA/g Q, lo que condujo a una potencial zeta de +50 mV y 82 % de % E-cap. Además, los análisis y la turbidez demostraron que las suspensiones de nanopartículas más estables se lograron combinando concentraciones de quitosano que oscilaban entre 0,5 y 0,75 % con proporciones de Q/TPP superiores a 3. Nos cuentan que las suspensiones tenían una alta estabilidad confirmada por medio de valores de PZ y transmitancias superiores a +25 mV y 0,21 en promedio, respectivamente, así como diámetros de nanopartículas de alrededor de 140 nm. La espectroscopía infrarroja de transformación de Fourier (FTIR) reveló la presencia tanto de enlaces de hidrógeno como de interacciones iónicas de Q/TPP que permitieron el encapsulamiento y la mejora de la estabilidad del agente activo.
En la misma línea Madureira, Pereira, & Pintado, (2016) desarrollaron nanopartículas de quitosano cargadas con ácido 2,5-dihidroxibenzoico y ácido protocatequico:
Propiedades y digestion mediante el método de gelificación iónica se elaboraron con quitosano de bajo y alto peso molecular. Las nanopartículas cargadas fueron cargadas con los ácidos fenólicos (protocatecúico y 2,5-dihidroxibenzoico). Las actividades antioxidantes fueron determinadas por el ensayo ORAC. Las propiedades físicas y térmicas se evaluaron mediante la dispersión dinámica de la luz (DLS) y la calorimetría de barrido diferencial (DSC), respectivamente. También se avaluaron la estabilidad y la liberación de ácidos fenólicos durante la simulación de las condiciones del tracto gastrointestinal (GIT). Donde demostraron que los tamaños de las
19 nanopartículas oscilaron entre 300 y 600 nm y se mantuvieron estables durante el almacenamiento a 4°C durante 30 días.
Panwar, Sharma, & Kaloti, (2016) investigaron la Caracterización y potencial anticancerígeno de nanopartículas de quitosano cargadas de ácido ferúlico contra líneas celulares de cáncer de cuello uterino humano ME-180. En este estudio, encapsulamos el ácido ferúlico (AF) en nanopartículas tripolifosfato con quitosano no tóxico (Q/TPP) para desarrollar un nanocomponente polimérico con una mayor de degradación térmica. Interacciones secundarias de la AF con nanopartículas Q/TPP fueron estudiadas utilizando espectroscopía infrarroja de transformación de Fourier (FTIR), la nanoencapsulación fue exitosa con el ácido ferúlico con una % E-cap entre 14,71 – 56,45 %. Análisis de la morfología de las nanopartículas indicaba la formación de nanopartículas lisas y bastante esféricos, con alta la eficiencia de la encapsulación. Los resultados obtenidos sugieren que la encapsulación de AF en nanopartículas Q/TPP puede mejorar su citocompatibilidad, solubilidad y anticancerosidad contra las líneas celulares ME-180, presentándolo como un potente agente terapéutico para la medicina y el uso clínico.
Finalmente Nallamuthu, Devi, & Khanum, (2015) desarrolló nanopartículas de quitosano cargadas de ácido clorogénico con propiedades de liberación sostenida, actividad antioxidante retenida y mayor biodisponibilidad. En este estudio, el ácido clorogénico fue encapsulado en nanopartículas de quitosano por el método de gelificación iónica. Las partículas exhibían el tamaño y la potencial zeta de 210 nm y +33 mV respectivamente. En el estudio se observó una distribución regular y esférica de las nanopartículas mediante microscopía electrónica de barrido (SEM) y el éxito del atrapamiento fue confirmado por el análisis espectroscopía infrarroja de transformación de Fourier. La eficiencia de encapsulación de ácido clorogénico fue de aproximadamente 59 % con una eficiencia de carga de 5,2 %. El ensayo ABTS in vitro indicó que la actividad de barrido radical del ácido clorogénico se mantenía en la nanoestructura y, además, el estudio de la cinética de liberación reveló la liberación en ráfaga del 69 % de ácido clorogénico de las nanopartículas al cabo de 100 horas. Los resultados sugieren que la nanopartícula sintetizada con propiedad de liberación sostenida puede, por lo tanto, facilitar el enriquecimiento de las matrices alimentarias que se destinan a obtener beneficios para la salud a través de la administración efectiva de ácido clorogénico en el organismo.
20 2.2 BASE TEORICA
2.2.1 ALCACHOFA (Cynara scolymus L.) A. Origen
Se originó en la Europa mediterránea, y es parte de la familia de las asteráceas, planta herbácea perenne, robusta, con un crecimiento vigoroso, tolerancia a la sal medio, marcada resistencia a patógenos y pequeños insectos, y altamente adaptada al clima mediterráneo (Ceccarelli et al., 2010). El nombre “alcachofa”
se refiere a toda la planta incluyendo la inflorescencia cabeza de un hueso o de la cabeza floral comestible. Su nombre botánico deriva del latín cinis, cineris, debido a la tradición de usar cenizas como fertilizante, y del griego skolymos, que significa “cardo” debido a las espinas situadas en las brácteas (María José Frutos et al., 2019). Es un cultivo que se encuentra en diversas partes del mundo como Italia que es el mayor productor seguido por Egipto, España y Perú (Zuorro, Maffei, & Lavecchia, 2016). En Perú está en diversos valles como Lima, Libertad, Ica, Ayacucho, Huancavelica y Junín. En el valle del Mantaro en Junín, se encuentra en las ciudades de Jauja, Concepción, Huancayo y Chupaca con clima ideal para el cultivo, en la cuales predomina la variedad criolla carnosa y con espinas.
B. Características botánicas
En la tabla 1 se representa la morfología y características de la alcachofa Cynara scolymus L.).
Tabla 1.
Morfología de la alcachofa
Morfología descripción
Tallos Acanalados, ramificados, erguidos y carnosos de más claros que las hojas, aproximadamente de un metro de altura.
Hojas Largas, espinosas, aproximadamente de 0,9 a 1 m de longitud de color verde claro y algodonadas por el envés. Limbo dividido en lóbulos laterales y los nervios marcados.
Brácteas Se consideran hojas modificadas, se insertan alrededor de un tayo muy corto formando una rosera, son carnosas y fibrosas son de color verde, en la parte interna son de color violeta, en algunas variedades son comestibles.
Flor Tiene receptáculo floral que es carnoso y que sea insertado en el extremo del tallo. Tiene una inflorescencia inmadura es la parte comestible de la planta.
Fruto Es considerado la semilla de la planta, tiene forma oblonga y de color grisáceo se considera un aquenio que contiene vilano, color grisáceo, forma oblonga y que son considerados como la semilla de la planta. Conserva 6 a 12 años su facultad germinativa.
Nota. Recuperado de “Efecto de la fertilización química con tres niveles de NPK en el rendimiento y calidad de Cynara scolymus L. Var. Imperial Condor en Viru, La Libertar”, de Ramos,G. (2016). Producción Nacional.
21 C. Características taxonómicas
En la tabla 2 muestra las características taxonomía de la alcachofa (Cynara scolymus L.).
Tabla 2.
Características taxonómicas.
Reino Plantae
División Fanerógamas o Espermatofitos
Sub división Angiosperma
Clase Dicotiledóneas
Sub clase Simpétalas
Orden Sinandralas
Familia Compositaceas
Grupo Ateridas
Genero Cynara
Especie Scolymus
Nombre científico Cynara scolymus L.
Nota. Recuperado de “Efecto de la fertilización química con tres niveles de NPK en el rendimiento y calidad de Cynara scolymus L. Var. Imperial Condor en Viru, La Libertar”, de Ramos,G. (2016).
Producción Nacional.
D. Composición
En la Tabla 3 muestra la composición de alcachofa (Cynara scolymus L.) (por 100 g de porción comestible).
Tabla 3.
Composición químico proximal de alcachofa fresca, variedad criolla serrana en 100 g de porción comestible.
Nota. Recuperado de “Influencia de la Harina y Pasta de Alcachofa en el Comportamiento Reológico de Harinas para Uso en Panificación”, de Soplin,G. (2013). Producción Nacional.
E. Variedades
la alcachofa desde su origen a sido una planta de tipo semiperenme (se cosecha, se porda y rebrota) teniendo produccion de cultivo durante varios años, pero ya hace varios años se observa un tendecia en el mundo a desarrollar variedades de tipo anual (dura una sola temporada) y cuya seimbra es mediante semillas (Ardiani, 2014). Estas se pueden observar en la tabla 4 y 5.
Componente Contenido
Humedad 79,41 g
Materia seca 20,59 g
Proteínas 3,32 g
Lípidos 0,25 g
Fibra 1,41 g
Carbohidratos 14,66 g
Cenizas 0,95 g
22 Tabla 4.
Variedades tipo semiperennes de alcachofa a nivel mundial.
País Variedades
Perú Green globe
Criolla
Argentina Gallego
Gringo Tiernito Mexico, Colombia y Chile Royal globe
Green globe
E.E.U.U. Green globle
Francia Macacu
Hyerius blanc Castel Violet du provence
España Blanca de Tudela
Italia Masedu
Catenese Bianco tarabdubi
Spinosa sardo Vileto di toscana
Romanesco
Nota. Recuperado de “Estudio de al Cadena Agroproductiva de la Alcachofa (Cynara scolymus L.) y Diseño de una Planta para Productos y Subproductos.”, de Ardiani,F.
(2014). Produccion extrangera.
Tabla 5.
Variedades tipo anual de alcachofa a nivel mundial
País Variedades
España Lorca
a-104,a-106 y a-107 Italia Violetto di Sicilia
E.E.U.U Imperial star
Emerald
Green globe improved Desert globe
Israel Tapiod
ZAA.-101
Nota. Recuperado de “Estudio de al Cadena Agroproductiva de la Alcachofa (Cynara scolymus L.) y Diseño de una Planta para Productos y Subproductos.”, de Ardiani,F.
(2014). Produccion extrangera.
F. Valorización de los subproductos alcachofa.
Los subproductos (tallos, hojas, y brácteas externas) de la alcachofa que resultan de la transformación industrial (en lata, fresco procesado, y congelado), representan una enorme cantidad de material desechado (45 % -50 %). Los subproductos son ricos en compuestos fenólicos, la inulina y la fibra dietética, que tiene un gran potencial para su uso en la industria agroalimentaria. La
23 recuperación de los subproductos de la industria conservera de alcachofa como fuente de compuestos bioactivos se ha considerado (M. J. Frutos, Guilabert- Antón, Tomás-Bellido, & Hernández-Herrero, 2008). Las fracciones más funcionales con respecto a la composición en inulina, compuestos fenólicos y actividad antioxidante son los partes interiores separados de los corazones de alcachofas procesadas. Todos los subproductos presentes alto contenido de fibra dietética y baja en grasas. Harina de alcachofa hechos de alcachofa subproductos de la industria conservera presenta propiedades nutricionales y funcionales que lo hacen adecuado para la industria alimentaria como fuente de minerales y componentes químicos biológicamente activos tales como fibra, inulina, y compuestos fenólicos antioxidantes (Ruiz-Cano et al., 2014). Es por esto que los subproductos de la alcachofa son una alternativa como fuente potencial de ingredientes de alimentos para la industria, debido a su contenido en compuestos de inulina y antioxidantes que mejoran las propiedades nutricionales y funcionales de los productos.
2.2.2 POLIFENOLES
El término polifenoles son los metabolitos vegetales secundarios derivados exclusivamente del fenilpropanoide derivado del shikimato o las vías policidas, que incluye más de un anillo fenólico y carente de cualquier grupo funcional a base de nitrógeno en su expresión estructural más básica (Quideau, Deffieux, Douat-Casassus, & Pouységu, 2011). Los polifenoles son los antioxidantes más abundantes en la dieta humana, y la clase más grande y mejor estudiado de polifenoles son ácidos fenólicos, flavonoides y taninos. Que pueden ejercer una acción protectora sobre la salud humana gracias a sus propiedades antioxidantes, inmunomoduladoras y acciones contra el cáncer y la actividad antibacteriana (Tylewicz, Nowacka, Martín-García, Wiktor, & Gómez Caravaca, 2018).
A. Diversidad estructural y clasificación de los polifenoles.
Los compuestos fenólicos se constituyen en uno de los grupos más grandes y ampliamente distribuida de metabolitos secundarios en plantas (Scalbert &
Williamson, 2000). Se estima que existen 100 000 a 200 000 metabolitos secundarios y un 20 % del carbono fijado por fotosíntesis se canaliza en la vía fenilpropanoide (Pereira, Valentão, Pereira, & Andrade, 2009). Como se mencionó anteriormente, los polifenoles no sólo comprenden una amplia variedad de moléculas que tienen una estructura de polifenol (es decir, varios
24 grupos hidroxilo en los anillos aromáticos), sino también moléculas con un anillo de fenol, tales como ácidos fenólicos y alcoholes fenólicos. Aunque polifenoles se caracterizan químicamente como compuestos con características estructurales fenólicos, este grupo de productos naturales es muy diversa y contiene varios subgrupos de compuestos fenólicos. La distribución de la diversidad y amplia de polifenoles en las plantas han dado lugar a diferentes formas de categorizar estos compuestos de origen natural, como puede verse en Figura 1 los polifenoles han sido clasificados por su
fuente de origen, la distribución natural, función biológica, y Estructura química.
Adaptado de Belščak-Cvitanović, A., Durgo, k., Huđek, k., Bačun-Družina, A., &
Komes, k., 2018. Descripción general de los polifenoles y sus propiedades. Libro Polifenoles: propiedades, recuperación, y aplicaciones, 6 - 7, disponible bajo una licencia CC BY 3.0.
Polifenoles
Fuente de
origen Distribución
natural Función
biologica Estructura química Cadena
carbonode
Elementos estructurales
Polifenoles
Ácidos fenólicos Acidos cinamicos:
Faceico, clorogenico
cumarico, , p- ferulico.
Acidos benzoicos:
Galico,pro tocatequic siniringico.o,
Flavonoides
Flavonole s Queratina (glucócidos), isoquercitina,
kaempferon (glucócidos), mirecitina (glucócidos)
Flavones
Luteolina, Apigenina, Naringenina.
Flavanoles
Monomeros (catequina) Catequina (C), Epicatequina
(EC), Gallocatequina
(GC), Epigallocatequi
na (EGC)
Proantocianidin as
Procianidina s (Dimeros - Decameros)
B1,B2,B3,...
B10.
Antocianidinas
Cianidina - 3 -α-L arabinósido,
Cianidina - 3 -β-d- galactósido
Isoflavonas Estilbenos Ligandos Otros
Figura 1. Diferentes clasificaciones de los polifenoles de las plantas y las clases polifenólicos basan en el número de anillos de fenol y sus elementos estructurales.
25 B. Fuentes alimenticias comunes de polifenoles.
Los polifenoles son componentes comunes de los alimentos de origen vegetal;
varios miles de moléculas que tienen una estructura de polifenoles se han identificado en plantas superiores, y varios cientos se encuentra en las plantas comestibles. Fenoles son poco comunes en las bacterias, hongos y algas, y las clases de fenoles registrados son pocos; flavonoides están casi completamente ausentes (Lattanzio, Kroon, Quideau, & Treutter, 2008). La composición de polifenoles vegetales es muy variable tanto cualitativa como cuantitativamente;
mientras que algunos de los compuestos se encuentran ampliamente distribuidos, otros están restringidos a las familias o especies (por ejemplo, isoflavonas en leguminosas) específicos. la diversidad de polifenoles en frutas y alimentos vegetales ha sido revisada a fondo. Dentro de las especies individuales, también pueden ocurrir grandes variaciones, particularmente debido a factores genéticos, condiciones ambientales, y las etapas de crecimiento o maduración (Cheynier, 2005). A causa de un notable número de artículos científicos y revisiones de polifenoles, el contenido de polifenoles en diversos productos alimenticios no es difícil de encontrar, si se proporcionan sólo los contenidos de fenoles totales. Por otra parte, en los últimos años, varias bases de datos proporcionan información detallada sobre el contenido polifenólico de los alimentos. Con respecto a los principales grupos de compuestos polifenólicos, figura 2 muestra los polifenoles más relevantes representados en los alimentos vegetales.
26 Adaptado de Belščak-Cvitanović, A., Durgo, k., Huđek, k., Bačun-Družina, A., & Komes, k., 2018. Descripción general de los polifenoles y sus propiedades. Libro Polifenoles: propiedades, recuperación, y aplicaciones, 10 - 11, disponible bajo una licencia CC BY 3.0.
Po lif en ol es
Acidos fenólicos
Ácidos benxoicos, frutas: frambuesa, fresa, jugo de uva, semilla de longan,
jugo de granada.
Ácidos cinamicos, Frutas:
Árandano negro y rojo, pera, cereza, manzana, limón, molocotón. Verduras: Papa, lechuga, espinaca. otros: Granos
de café, té, sidra.
Flavonoides
Flavonoles
Vegetales: Apio, cebollas, hojas de hinojo, pimientos picantes, tomates, espinaca, lechuga, col. Cereales: Trigo, frijoles. Frutas: mazanas albaricoques,
uvas, ciruelas, arándanos, moras, sauco, cerezas, zumo de manzana, otros: vino tinto, té (verde/ negro),
cacao en polvo, nabo.
Flavones Apio, aceitunas, pimientos, perejil, orégano, romero, tomillo.
Flavanoles
frutas: Manzanas, uvas, melocotones, peras, ciruelas, pasas, franguesas, cerezas, moras, arándanos. Otros: Vino
tinto, te, chocolate.
Antocianidinas Fruta: Moras, arándanos, uva negra, sauco, fresas, cerezas, ciruelas, jugo de
granada, franbuesa. Otros: vino tinto.
Isoflavonas Frutas: Semillas de uva/ piel. Otros:
soya y sus derivados.
Estilbenos Resveratrol. Frutas: Uvas, maní.
Otros: Vino tinto.
Lignanos
Cereales: Centeno, trigo.
Verduras: Coles y frutos vegetales, Cebollas. Frutas:
Citricos y bayas.
Otros
Taminos. Frutas: semilas y pieles de uva, jugo de manzana, nueces moras,
oliva, ciruela. Verduras: Garbanzo, arvejas, lentejas. Otros: Vino tinto y
blanco, cacao, chocolate, sidra, te, café.
Figura 2. Clasificación química de los polifenoles en relación con algunas de sus fuentes dietéticas comunes.
27 C. Polifenoles en los residuos de la alcachofa
Los residuos se componen principalmente de las partes externas, que se conocen comúnmente como brácteas y los tallos. Estas no son adecuadas para el consumo humano y por lo general está dispuesto como un desecho sólido.
Sin embargo, un análisis de su composición muestra que los residuos alcachofa es una fuente muy rica de polifenoles (Gaafar & Salama, 2013; Zuorro et al., 2016). De acuerdo a (Negro et al., 2012), Ácido clorogénico, cinarina (ácido 1,5- dicafeoilquínico),7-O-rutinósido y luteolina 7-O-glucósido, son los polifenoles predominantes en brácteas y tallos. Otros estudios (Gaetano Pandino, Lombardo, & Mauromicale, 2013) Indican que estas partes de las plantas también contienen apigenina un bioactivo inflamatorio, con propiedades antioxidantes y anticancerígenas (Shukla & Gupta, 2010). Los polifenoles han atraído un interés creciente de los nutricionistas y científicos debido a su beneficio para salud por sus propiedades anti-oxidantes, inflamatorios y anti- cancerígenos (Mushtaq, sf.). La alcachofa es una fuente natural de fenólicos ácidos (cinarina y ácido clorogénico), derivados de flavonoides (luteolina y apigenina), y las xantofilas (zeaxantina)(Gouveia & Castilho, 2012).
D. Propiedades fisicoquímicas de los polifenoles.
Los polifenoles exhiben una amplia gama de propiedades, dependiendo de sus estructuras particulares figura 3 sobre la base de innumerables publicaciones sobre polifenoles de las plantas y sus propiedades, sus principales características pueden ser poco divididos en varios aspectos.
a. Solubilidad
Los fenólicos vegetales son normalmente solubles en disolventes orgánicos polares, la mayoría de los glucósidos fenólicos son solubles en agua, pero los aglicones correspondientes normalmente lo son menos. A menos que estén completamente esterificados, eterificados o glicosilados. En el agua la solubilidad aumenta con el número de grupos hidroxilos presentes (Lattanzio et al., 2008).
28 b. Absorción de luz ultravioleta
Todos los compuestos fenólicos exhiben absorción intensa en la región UV (ultravioleta) del espectro, y aquellos que son de color absorben fuertemente en la región visible también. Cada clase de compuestos fenólicos tiene características de absorción de distintivos. Por ejemplo, fenoles y ácidos fenólicos muestran máximos espectrales en el rango de 250-290 nm; derivados del ácido cinámico tienen máximos principales en la gama de 290-330 nm; flavonas y flavonoles bandas de absorción de exposiciones de aproximadamente la misma intensidad en alrededor de 250 y 350 nm; chalconas y auronas tienen un pico de absorción de gran intensidad por encima de 350 nm y una banda mucho menos intensa a 250 nm; antocianinas y betacianinas espectáculo absorción bastante similares en la región visible (475 - 560 nm y 535 - 545 nm, respectivamente) y un pico subsidiario a aproximadamente 270 - 275 nm (Lattanzio, Kroon, Linsalata, & Cardinali, 2009).
c. Propiedades protectoras de las plantas
Estas moléculas son metabolitos secundarios de plantas y en general están implicados en la defensa contra la radiación UV o la agresión por patógenos (Manach, Scalbert, Morand, Rémésy, & Jiménez, 2004).
Además de su implicación en las relaciones planta-microorganismo y/o planta-animal, fenólicos vegetales también tienen un papel clave como agentes de señalización tanto por encima como por debajo del suelo entre las plantas y otros organismos, y como pantallas de luz UV (Lattanzio et al., 2008). Finalmente, algunos estudios han demostrado que el metabolismo fenólico es no sólo un mecanismo de protección contra el estrés biótico y abiótico, sino también parte de los programas moleculares que contribuyen al crecimiento normal de la planta y el desarrollo (Noel, Austin, & Bomati, 2005; Taylor & Grotewold, 2005).
d. Otras propiedades
Aparte de las propiedades físico-químicas básicas indicadas, los polifenoles tienen otras dos propiedades fundamentales comunes que subyacen a su actividad:
29
• la actividad reductora, que regula sus propiedades antioxidantes y su sensibilidad a la oxidación.
• las propiedades de unión, que se atribuyen por sus actividades quelantes de metales y su afinidad para las proteínas, incluyendo enzimas, proteínas de transporte, y los receptores.
Las propiedades fisicoquímicas de polifenoles, especialmente de su reactividad química y transformaciones, tienen implicaciones potenciales en el campo de la nutrición humana, y actualmente representan uno de los temas de investigación más atractivos de la zona de los compuestos polifenólicos (Dangles, 2006).
Figura 3. Propiedades y mecanismos de la actividad antioxidante de los polifenoles en dependencia de su estructura funcional fenol básica.
Adaptado de Belščak-Cvitanović, A., Durgo, k., Huđek, k., Bačun- Družina, A., & Komes, k., 2018. Descripción general de los polifenoles y sus propiedades. Libro Polifenoles: propiedades, recuperación, y aplicaciones, 12 - 13, disponible bajo una licencia CC BY 3.0.
30 E. Estabilidad de los polifenoles
La estabilidad de los polifenoles es crucial para el valor nutricional de los alimentos y se asocia directamente con sus estructuras químicas. Los polifenoles se dividen en algunas subclases en base a sus orígenes, actividades biológicas, y estructuras. Químicamente, la estructura de epimerización, autooxidación, y algunas otras reacciones de modificación tales como esterificación, alquilación, etc. son reacciones importantes que son críticos para la estabilidad de los polifenoles como se discute a continuación.
Polifenoles contiene uno o más de anillos benceno por lo menos dos están unidos grupos hidroxilo (OH). Estos grupos reaccionan fácilmente que resulta en la poca estabilidad de los compuestos (Deng, Yang, Capanoglu, Cao, & Xiao, 2018).
a. La epimerización
Es uno de los mecanismos más importantes que conducen a la inestabilidad de los polifenoles. Ocurre fácilmente cuando factores como la temperatura, el pH y los iones metálicos cambian en un sistema alimentario. (-)- El galato de epigalocatequina (EGCG) es un ejemplo, que es el abundante grupo de catequina en el té verde que se extiende a la subclase de flavonol de la familia de los flavonoides. EGCG puede ser propenso a sufrir epimerización durante aplicación de calor, es decir, pasteurización cambiando a galato de (-)-galocatequina (GCG), ya que la concentración de EGCG disminuye mientras que la concentración del isómero GCG aumenta cuando la temperatura aumenta durante el procesamiento del té (Theppakorn, 2016). La única diferencia entre las estructuras es que el enlace 2,3-cis del EGCG se convierte en enlace 2,3-trans en GCG (figura 4).
31 Figura 4. La epimerización entre las catequinas de par, (-) - EGCG y (-) - GCG.
Adaptado de Deng, J., 2018. Descripción general de los polifenoles y sus propiedades. Libro Polifenoles: propiedades, recuperación, y aplicaciones, 296 -297, disponible bajo una licencia CC BY 3.0.
b. Reacciones auto-oxidativas
Autooxidación es otra reacción importante para la inestabilidad de los polifenoles. Los polifenoles son propensos a la auto-oxidación en presencia de oxígeno, y se forman peróxidos e hidroperóxidos. Su actividad antioxidante se asocia con sus estructuras moleculares, especialmente la presencia y el número de grupos OH, la conjugación del doble enlace y los efectos de resonancia (Deng et al., 2018). En particular, grupos OH contribuyen directamente a su autooxidación, y las capacidades de depuración de radicales libres por la donación de átomos de hidrógeno (Figura 5). Existen las más grupos OH en la estructura de polifenoles, más inestabilidad exhiben (Wang, Zhou, & Jiang, 2008).
Autooxidación también se relaciona a la deslocalización electrónica extendida entre los anillos adyacentes de polifenoles (Russo, Toscano,
& Uccella, 2000). Una vez que ocurre la autooxidación, la concentración de polifenoles disminuye y aparece polimerización oxidativa o degradación, que se acompaña de una disminución de la bioactividad de los polifenoles (Sang, Lee, Hou, Ho, & Yang, 2005).
32 Figura 5. Auto-oxidación del proceso de catecol.
Adaptado de Deng, J., 2018. Descripción general de los polifenoles y sus propiedades. Libro Polifenoles: propiedades, recuperación, y aplicaciones, 296 -297, disponible bajo una licencia CC BY 3.0.
c. Otras modificaciones
Además de la modificación de la oxidación, otras modificaciones químicas también juegan un papel importante en la inestabilidad de los polifenoles. (1) reacciones de modificación relacionados con grupos OH incluyen esterificación, (2) alquilación, carboximetilación, formación de carbamato, desalquilación, la formación de quelato, etc. reacciones de modificación relacionados con los anillos aromáticos incluyen alquilación, acetilación, metilolación/condensación, halogenación, sulfonación / sulfitación, aminación, nitración, etc. (García, Glasser, Pizzi, Paczkowski,
& Laborie, 2016). Productos derivados de los polifenoles se forman en los sistemas de alimentación, y la concentración de polifenoles disminución, lo que explica en parte la inestabilidad de los polifenoles.
2.2.3 INFLUENCIA DE LOS FACTORES EN LA ESTABILIDAD DE LOS POLIFENOLES
Hay muchos factores que en los sistemas alimentarios contribuyen a los cambios químicos de polifenoles, lo que lleva a su inestabilidad. Típicamente, las condiciones fisicoquímicas tales como el pH, la temperatura, la luz, la disponibilidad de oxígeno, iones metálicos, modificación química, enzimática, proteínas, sal de nitrito, y dióxido de azufre, así como ácido ascórbico deben tenerse en cuenta para evaluar la estabilidad de polifenoles.
A. pH
El efecto del pH es el factor principal que afecta la estabilidad de los polifenoles en frutas y verduras. En general, cuanto menor sea el valor de pH de las soluciones que la mayor es la estabilidad de los polifenoles. Por ejemplo, los contenidos fenólicos del extracto de fracción de capa semilla de mijo se
33 mantuvieron constantes en muy ácida a pH casi neutro (6,5), pero disminuyeron a medida que la alcalinidad aumentado a pH (10) (Chethan &
Malleshi, 2007). Además, las catequinas del té en soluciones acuosas son muy estables cuando el pH está por debajo de 4, mientras que son inestables en soluciones con pH > 6 (Ananingsih, Sharma, & Zhou, 2013). El efecto del pH sobre la estabilidad de los polifenoles también se refleja a la absorción de los polifenoles. Los polifenoles tienen muchos efectos beneficiosos para la salud, pero siguen estando disponibles sólo una pequeña proporción después de la administración oral, las concentraciones de polifenoles que aparecen para ser eficaz in vitro son más altos que los niveles medidos in vivo. Es probablemente debido al mecanismo de polifenoles que no se absorbe bien como resultado de la degradación en el intestino, donde el pH es neutro o alcalino (Del Pino- García, Rivero-Pérez, González-SanJosé, Croft, & Muñiz, 2016). Cambio en el pH puede afectar a la estabilidad de los polifenoles, cambiando sus formas químicas, que también es parte de la razón de la variación de color polifenoles.
B. Temperatura
Durante el procesamiento térmico de alimentos y su almacenamiento, la temperatura tiene una gran influencia en polifenoles. El control estricto de la temperatura es importante para mantener los niveles y la estabilidad de los polifenoles. Los estudios sobre la estabilidad de los polifenoles demostraron que podían someterse a epidermización a altas temperaturas. Los contenidos fenólicos totales disminuyeron en 20,21 % por calentamiento a 70 ° C durante 30 min. Del mismo modo, el contenido total de polifenoles se redujo significativamente cuando la temperatura era a 90 ° C durante el tiempo de procesamiento (Liu et al., 2016). El ácido gálico demuestra que las altas temperaturas pueden afectar a la estabilidad de los polifenoles; la velocidad de degradación fue de 15 % a 80 ° C después de 4 h de exposición (Volf, Ignat, Neamtu, & Popa, 2014). Además, la evidencia experimental reciente sugiere que las condiciones de almacenamiento pueden afectar directamente el contenido de polifenoles, principalmente debido a la hidrólisis, oxidaciones, y el almacenamiento a temperaturas más altas tiene influencia negativa sobre la estabilidad de los polifenoles (Zafrilla et al., 2003). Sin embargo, a baja temperatura (4 °C), la estabilidad de los polifenoles es bastante buena, y la estructura es relativamente estable durante períodos más largos, lo que podría estar relacionado con la inhibición de la actividad fenol oxidasa a bajas
34 temperaturas, Lo que debilita la condensación de oxidación y por lo tanto la degradación.
C. Oxígeno
El pardeamiento enzimático, a partir de la oxidación de fenoles por el polifenol oxidasa en quinonas, es uno de los principales factores que reducen el contenido de polifenoles. En este caso, la oxidación de polifenoles es proporcional a la concentración de oxígeno. Conforme a Sang et al., (2005) , Un proceso de oxidación realizado en condiciones normales (a 37 ° C y pH 7,4) y la ausencia de N2 resultó en 90 % de degradación EGCG después de 2 h, que fue seguido por una disminución en la actividad antioxidante. Por el contrario, la supresión puede estar relacionada con el mantenimiento de los polifenoles alto nivel de contenido y de alta actividad antioxidante. Se ha demostrado que las atmósferas con bajo O2 presiones parciales en el estado estacionario conservan la cantidad de polifenoles por el control del pardeamiento y la prevención de las propiedades antioxidantes (Martínez- Sánchez, Tudela, Luna, Allende, & Gil, 2011). La reacción de oxidación es también un factor que afecta a la estabilidad de los polifenoles en vivo. Se ha informado de que el oxígeno puede facilitar la autooxidación de polifenoles. La estabilidad de las catequinas del té verde era pobre, sólo el 20 % de catequinas totales permaneció en post- oxidación (Green, Murphy, Schulz, Watkins, &
Ferruzzi, 2007). El pardeamiento enzimático es causado por procesos de desequilibrio oxidativo y reductivos debido a la presencia de oxígeno, por lo que la aplicación de una atmósfera modificada (saturado con N2 y/o CO2) o se recomiendan condiciones de vacío.
D. Iones metálicos
Los polifenoles tienen muy diferentes actividades antioxidantes, dependiendo de los iones metálicos (por ejemplo, Fe 2+, Fe 3+, y Cu 2+) que están unidos a ellos. En particular, actúan sobre dos vías de antioxidantes: (1) reacciones directas con los radicales libres; (2) quelante de iones metálicos implicados en la producción de especies reactivas de oxígeno (Grazul & Budzisz, 2009). Para esta línea, los datos experimentales indican que los compuestos quelados son en algunos casos eliminadores de radicales libres más eficaces que los polifenoles solo y en otros casos no lo son. De hecho, las catequinas reaccionan con Cu 2+ y Mn 2+ aumentar sus actividades antioxidantes, pero Fe2+
