Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

(1)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

UNIVERSIDAD NACIONAL DE TRUJILLO FACULTAD DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA

ESCUELA PROFESIONAL DE FARMACIA Y BIOQUÍMICA

INFORME DE PRÁCTICAS PRE-PROFESIONALES

“Validación del proceso de llenado aséptico de inyectables de pequeño volumen de un Laboratorio Farmacéutico

Nacional”

PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE QUÍMICO FARMACÉUTICO

AUTOR: AGUILAR JULCA, Paul Esteward

ASESOR: Mg. SALDAÑA BOBADILLA, Vanessa

TRUJILLO-PERÚ 2021

(2)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Dedicatoria

A Dios:

Por haberme guiado en todo el camino, por no abandonarme en los momentos más difíciles y permitirme llegar hasta donde quiero

A mis padres:

Por sacrificarse tantos años para brindarme la educación que siempre quise y la profesión que elegí. Por confiar en mí y apoyarme en las decisiones que tomé.

A mis hermanos

A mi hermana Thalia por haberme ayudado en los momentos que necesite. A mi hermano Jhohan por ser mi modelo de vida y haber estado ahí en cada paso que di, por brindarme los conocimientos y experiencia para evitar tropezarme en el camino.

A Heydy

La persona que me acompañó estos 6 años de la carrera, apoyándome y alegrando mis días en cada momento A mis amigos

Por todos esos años desvelándonos

estudiando, riendo. Compartiendo anécdotas y sueños, esperando el día para ser

profesionales

(3)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Agradecimiento

Especial reconocimiento a mi asesor:

Mg. Q.F. Saldaña Bobadilla Vanessa por su

amabilidad, disposición, por el tiempo que me dedicó para que este trabajo culminara satisfactoriamente.

A mis padres:

Por su amor, comprensión y sacrificio

por brindarme todo lo que necesite en la

vida y en estos 6 años de mi carrera

(4)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Jurado Dictaminador

Dr. Pedro Marcelo Alva Plasencia (PRESIDENTE)

Mg. Vanessa Saldaña Bobadilla (ASESOR)

Mg. Frizzi Judith Ganoza Gasco (MIEMBRO)

(5)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

PRESENTACIÓN

Señores miembros del jurado:

De conformidad con las disposiciones legales y vigentes del reglamento de Grados y Títulos de la Facultad de Farmacia y Bioquímica de la Universidad Nacional de Trujillo-La Libertad, se somete a vuestro elevado criterio el presente Informe de Prácticas Preprofesionales:

“Validación del proceso de llenado aséptico de inyectables de pequeño volumen de un Laboratorio Farmacéutico Nacional”

Dejando a vuestra consideración Señores Miembros del Jurado, la respectiva calificación del presente trabajo.

(6)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

RESUMEN

El presente estudio tuvo como objetivo validar el proceso del llenado aséptico en la Línea N° 3 de la sección de Pequeño Volumen 1 (PV1) de un Laboratorio Farmacéutico Nacional, que comprende las conexiones asépticas para la filtración de soluciones y las operaciones asépticas en el proceso de envasado en ampollas de vidrio incoloro de 5mL ,utilizando la envasadora y selladora de ampollas Truking empleando solución de Caldo Digerido de Caseína y Soya y solución de Tioglicolato en lugar de producto. Antes de realizar el proceso de llenado aséptico se tuvo en cuenta las diferentes variables del proceso para establecer las condiciones de peor caso, como: la velocidad de la máquina envasadora, la complejidad de las operaciones, el sistema de envase primario, entre otros. En la operación de filtración se utilizó un filtro cápsula de 0,2 µm y un recipiente de vidrio para la recepción de la solución de medio de cultivo filtrado.

Durante el proceso de envasado se realizaron las intervenciones rutinarias como el montaje del sistema de envase, la conexión y desconexión del sistema de envase y la regulación de la dosificación. Se realizaron pruebas como: unidades contaminadas, esterilidad en muestra del granel, obteniendo resultados estériles.

En la prueba de promoción de crecimiento se obtuvo resultados conformes en los tres lotes de medio de cultivo En la prueba de monitoreo ambiental del aire se encontró resultados <1 ufc/placa. En el monitoreo de superficies y de uniformes del personal se obtuvo resultados <1ufc/placa. Las ampollas envasadas se incubaron durante 14 días a dos temperaturas: 7 días de 20 °C a 25 °C y 7 días de 30 °C a 35 °C. Al término de los 14 días fue examinado el contenido de las ampollas para detectar cualquier contaminación. Finalmente, se validó el proceso de llenado aséptico de inyectables de pequeño volumen, cumpliendo con los criterios de aceptación.

Palabras claves: Llenado aséptico, esterilidad, medio de cultivo.

(7)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

ABSTRACT

The objective of this study was to validate the aseptic fillin g process in Line N°3 of the Small Volume 1 (PV1) section of a National Pharmaceutical Laboratory, which includes aseptic connections for the filtration of solutio ns and aseptic operations in the process of packaging in 5mL colorless glass ampoules, using the Truking ampoule sealer and sealer using Digested Casein and Soy Broth solution and Thioglycollate solution instead of product. Before carrying out the aseptic filling process, the different variables of the process were taken into account to establish the worst -case conditions, such as: the speed of the packaging machine, the complexity of the operations, the primary packaging system, among others. In the filtration operation, a 0.2 µm capsule filter and a glass container were used to receive the filtered culture medium solution. During the packaging process, routine interventions such as the assembly of the packaging system, the connection and disconnection of the packaging system and the regulation of the dosage were carried out. Tests were carried out such as:

contaminated units, sterility in bulk sample, obtaining sterile results. In the growth promotion test, consistent results were obtained in the three batches of culture medium. In the air environmental monitoring test, results <1 cfu / plate were found. In the monitoring of surfaces and personnel uniforms, results <1ufc / plate were obtained. The packed ampoules were incubated for 14 days at two temperatures: 7 days at 20 ° C to 25 ° C and 7 days at 30 ° C to 35 ° C. At the end of 14 days, the contents of the ampoules were examined to detect any contamination. Finally, the aseptic filling process for small-volume injectables was validated, meeting the acceptance criteria.

Key words: Aseptic filling, sterility, culture medium.

(8)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

ÍNDICE

RESUMEN... I

ABSTRACT ... II

I. INTRODUCCION ... 2

II. MATERIAL Y METODO ... 7

III RESULTADOS ... 22

IV. DISCUSIÓN ... 23

V. CONCLUSIONES: ... 27

VI. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS: ... 28

VII. ANEXOS ... 31

(9)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

I. INTRODUCCIÓN

El concepto de validación de procesos en la industria farmacéutica, se remonta a la década de los sesenta, en donde las prácticas de calidad se remitían al producto terminado, dando como resultado productos que no cumplían con las especificaciones de uniformidad de contenido, contaminación cruzada y otros aspectos de interés, situación que se mantuvo por mucho tiempo, causando importantes problemas de salud.¹

Años más tarde, la FDA (Food and Drug Administration), centró sus esfuerzos hacia la elaboración de políticas destinadas al estudio del proceso, más que al de producto. Esto fue rápidamente asimilado por la industria farmacéutica, que ante la necesidad de contar con procesos de fabricación estandarizados, comprobados y reproducibles, comenzó a apuntar en éste sentido las actividades destinadas a la implementación de la calidad. De modo que nació el concepto de validación de procesos.¹

La FDA define a la validación como el establecimiento de evidencia documentada que proporcione un alto grado de aseguramiento de que un proceso específico genere consistentemente un producto cumpliendo con sus especificaciones predeterminadas y atributos de calidad, por lo que, según cada compañía farmacéutica, se debe identificar qué trabajos de validación son necesarios para demostrar que se controlan los aspectos críticos de un proceso en particular.²

La validación es el acopio y evaluación de datos, que comienza en la etapa de desarrollo del proceso y continúa a lo largo de la fase de producción, para comprobar que los procesos de fabricación con inclusión del equipo, edificios, personal y materiales son capaces de alcanzar los resultados que se pretende, de una manera uniforme y continua. La validación es la presentación de pruebas documentales de que un sistema cumple lo previsto.³

(10)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Una práctica adecuada de validación requiere la colaboración estrecha de varios departamentos, como son los que se ocupan del desarrollo, la producción, la ingeniería, la garantía de la. calidad y el control de la calidad. Esto cobra la mayor importancia cuando los procesos pasan a la producción corriente a escala completa después del desarrollo farmacéutico y las operaciones en una planta piloto. Con miras a facilitar la validación ulterior y su evaluación en el curso de las auditorias de calidad o las inspecciones reglamentarias, se recomienda mantener en un archivo aparte («documento de transferencia de tecnología») toda la documentación que refleje esas transiciones.³

La validación adecuada puede ser beneficiosa para el fabricante en muchos aspectos:³

• Permite conocer más a fondo los procesos, disminuye los riesgos de que se produzcan problemas en éstos y, por lo tanto, garantiza que el proceso se realice sin contratiempos.

• Disminuye los riesgos de costos por defectos.

• Disminuye los riesgos de falta de cumplimiento de los reglamentos.

• Un proceso cabalmente validado puede requerir menos control durante el proceso y menos pruebas del producto final.

Una de las operaciones más delicadas que se efectúan en el campo de la validación es la validación del llenado aséptico, conocido por su nombre inglés mediafill. Consiste en realizar el proceso aséptico que hacemos habitualmente, sustituyendo el producto farmacéutico por medio de cultivo. Aunque sobre el papel no parece complicado, el hecho de que después haya que incubar las unidades envasadas y verificar si están contaminadas o no, nos llevará a hacer modificaciones que nos pueden complicar la operación.⁴

(11)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Según la USP- 43, la simulación de llenado o la prueba de llenado con medios han constituido una poderosa metodología microbiológica, por un lado, como medida de aseguramiento de la esterilidad de las diversas etapas de esterilización y por otro lado, como un reto para todas las condiciones de operación del llenado y del procesamiento aséptico.⁵

Dado el tipo de productos que se ven involucrados en este tipo de procesos es necesario llevar a cabo la prueba de llenado con medios para dar la confiabilidad del producto, evaluando al personal, ambientes y los procesos utilizados. El llenado con medios estériles simulado se define según la USP-43 como: “La simulación microbiológica de un proceso aséptico mediante el uso de medios de crecimiento procesados de manera similar al procesamiento del producto y usando el mismo sistema de envase y cierre”.⁶

El estudio debe incorporar los factores de riesgo de contaminación, que suceden en una línea de producción, con el fin de evaluar con precisión el estado de control que tiene el proceso. Factores asociados con la corrida más larga en proceso, que pudieran representar un riesgo de contaminación, por ejemplo fatiga del operador, intervenciones normales en número, tipo y complejidad que ocurren en cada corrida, intervenciones que no sean de rutina como mantenimientos, paros, ajustes de equipo, etc.⁷

En el proceso de validación se deben incluir armados asépticos de equipo, conexiones y desconexiones asépticas. El estudio debe reflejar condiciones asépticas y representativas como cargado de ampollas, materias primas y las transferencias tal como están descritas para el proceso. Las tomas de muestras, controles en proceso, así como el tipo y tamaño del sistema envase - cierre, deben ser tomadas en consideración en relación al proceso - producto.⁸ Con respecto al personal los cambios de turno, paros y cambios de ropa, número máximo de operadores permitido para el proceso y sus actividades, aspectos específicos definidos en los procedimientos, relacionados con el llenado aséptico y operaciones manuales.⁹

(12)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Se debe contar con registros para documentar cada corrida, las condiciones de producción y las actividades de simulación. Los mismos aspectos que se verifican durante la manufactura de rutina, se deben observar en las actividades de simulación. Debe quedar claramente explicada la razón del porqué de las condiciones y actividades durante la prueba.¹⁰

Según la USP-43, “No es necesario realizar la calificación del proceso aséptico para cada producto, sino que debe realizarse para cada línea de procesamiento. Dado que la geometría del envase (el tamaño y la apertura del envase) y la velocidad de la línea son factores variables en una línea de procesamiento aséptico, debe usarse una combinación adecuada de estos factores, preferentemente en situaciones extremas, para calificar la línea”.⁶

En general, se debe usar un medio de crecimiento microbiológico, como el medio liquido Tripticasa Soya. También se debe considerar el uso de medios de crecimiento anaerobio (p.ej. medio liquido tioglicolato) en circunstancias especiales. Los medios seleccionados deberían ser evaluados para promover el crecimiento de bacterias Gram positivas y Gram negativas, levaduras y mohos (p.ej organismos indicadores, USP). El laboratorio de Control de Calidad debe determinar si los organismos indicadores de la USP representan suficientemente los aislamientos relacionados con la producción. Los aislamientos de las pruebas de esterilidad y el monitoreo ambiental pueden ser substituidos (como mejor sea apropiado) o añadidos al desafío de promoción de crecimiento. Las unidades de promoción de crecimiento deben ser inoculadas con un desafío de <100 CFU. Si las pruebas de promoción de crecimiento fallan, se debe sin embargo investigar el origen de cualquier contaminación encontrada durante la simulación y repetir puntualmente la prueba Media Fill .¹¹ El proceso de producción debe ser exactamente simulado usando medios y condiciones que optimicen el descubrimiento de cualquier contaminación microbiológica. Cada unidad debe estar envasada con una cantidad y tipo apropiado de medio de crecimiento microbiano que pueda estar en contacto con las superficies interiores del envase contenedor y del cierre (cuando el envase sea invertido) y permitir la detección visual del crecimiento microbiano.⁸

(13)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Plasencia en el año 2014, realizó un estudio sobre validación del llenado aséptico de preparados oftálmicos del laboratorio VITALINE S.A.C., en el que se evaluó las pruebas de esterilidad, control del área estéril a lo largo del proceso, obteniendo resultados de ausencia de crecimiento de bacterias, hongos y levaduras en el control ambiental por sedimentación, superficies y del personal en la etapa de fabricación de tres lotes manufacturados.¹²

Bastías en el año 2008, realizó un estudio sobre la Validación de un proceso de llenado aséptico para ampollas de 2mL en Laboratorio Biosano S.A.,empleando medio de cultivo Caldo Tripticasa Soya, utilizando las normas sanitarias del proceso, para completar las calificaciones de desempeño en el área de envasado, monitorear el cumplimiento microbiológico de ambientes, superficies y vestuario del personal; obteniendo resultados de esterilidad en el proceso.¹³

Ríos en el año 2007 ,llevó a cabo un estudio de validación preliminar el proceso de llenado aséptico en VICAR FARMACEUTICA S.A, donde evaluó el proceso de llenado aséptico, por triplicado, diseñado en condiciones normales de producción en el área estéril de inyectables, empleando un medio de cultivo de crecimiento microbiológico nutritivo que se incubó por 14 días a temperaturas de 20°C a 25°C y 30° a 35°C obteniéndose resultados de ausencia de contaminación en los frascos, indicando que el proceso cumple las características de esterilidad y que los muestreos microbiológicos indican que el proceso se encuentra bajo control de esterilidad en un 94,1%.⁸

(14)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Objetivo general:

- Validar el proceso de llenado aséptico de inyectables de pequeño volumen de un laboratorio farmacéutico nacional.

Objetivos específicos:

- Validar las operaciones asépticas realizadas en las etapas de filtración y envasado de inyectables de pequeño volumen de un laboratorio farmacéutico nacional.

- Determinar el control del área estéril mediante especificaciones de control ambiental , superficies críticas y del personal en las salas de fabricación y envasado en el proceso de llenado aséptico.

II. MATERIAL Y MÉTODO

1. MATERIALES

El material de trabajo que permitió validar el proceso fueron la Línea N° 3 de la sección de pequeño volumen 1 (PV1) que posee el ambiente de fabricación y envasado, para lo cual se consideró:

1.1 Material Microbiológicos:

Solución de Caldo Digerido de Caseína y Soya y solución de Tioglicolato.

1.2 Material de Envase Primario:

Ampollas de vidrio incoloro de 5 mL.

(15)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

1.3 Equipos:

• Balón de vidrio de 45 L, S/C

• Tanque Presurizador x 50 L, S/C

• Filtro cápsula 0.22 µm de porosidad, S/C

• Flujo laminar, PL1-PV1-E018

• Autoclave Hogner, PL1-PV1-E025

• Lavadora ultrasónica vertical Truking, PL1-PV1-E013

• Túnel de despirogenización Truking, PL1-PV1-E014

• Envasadora y selladora de ampollas Trucking, PL1-PV1-E015

1.4 Suministros de Apoyo Crítico:

• Sistema de Agua Purificada

• Sistema de Aire Comprimido

• Sistema de Vapor Puro

• Sistema de Electricidad

2. MÉTODO:

2.1 DESCRIPCIÓN DE LAS CONDICIONES DEL PEOR CASO:¹⁴

Para establecer los parámetros críticos en la definición del PEOR CASO se tuvieron en cuenta diferentes variables de proceso, las cuales se listan y explican a continuación:

(16)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

• Complejidad de las operaciones:

La Línea N° 3 de la sección de Pequeño Volumen 1 (PV1) está destinada a la manufactura de productos estériles en solución envasadas en ampollas de vidrio, por lo que este estudio de validación de llenado aséptico simuló las etapas de filtración y envasado.

• Sistema de envase primario:

Se estableció el peor caso teniendo en cuenta el tamaño de ampollas, estos son: 1 mL, 2 mL y 5 mL. Las ampollas de 1 mL debido a su pequeño tamaño pueden provocar mayor dificultad en su abastecimiento a la línea de envase. Por otro lado, las ampollas de 5 mL, tienen un mayor diámetro de apertura de la boca que las presentaciones menores por ello tienen mayor exposición al medio ambiente. Por lo tanto, se determinó que en el estudio de validación puede alternar el uso de estos dos tamaños como peor caso.

• Ensambles, conexiones y desconexiones asépticas en el comienzo y durante el llenado:

En la etapa de filtración se realizaron conexiones asépticas entre el filtro y recipiente de recepción del producto (balón de vidrio) para la recepción de la solución filtrada.

En la etapa de envase se realizaron las siguientes operaciones asépticas:

- Montaje del sistema de envase (émbolos, agujas, mangueras)

- Conexión inicial del recipiente de producto con el sistema de envase.

- Desconexión y reconexión del sistema de envase con recipiente de producto.

• Número de unidades a envasar:

El número de unidades a envasar con solución de medio de cultivo durante los estudios de validación debe ser suficiente para que la evaluación de la prueba sea válida teniendo en cuenta el tamaño máximo de lote.

En estos momentos el tamaño máximo a procesar refiere a una campaña de 2 lotes de producto para un total de aproximadamente 173 000 ampollas, los cuales se consideran lotes de gran escala. Según el reporte 45 de OMS, la cantidad a procesar en esta evaluación debe ser mayor a 10 000 unidades, por ello se decidió establecer una cifra de 12 000 ampollas como la cantidad a procesar.

(17)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

• Velocidad de la máquina envasadora:

De acuerdo al tamaño de lote y velocidades empleadas en esta línea se considera lo siguiente:

- Se conoce que para envasar los dos lotes en campaña se utiliza una velocidad de envase aproximadamente de 7 100 ampollas / hora para un tiempo de 27 horas (incluyendo despeje de línea entre lote y lote, cambios de turno y refrigerios).

- Se conoce también que para envasar algunos productos se utiliza una velocidad menor de aproximadamente 5 100 ampollas/hora.

Por ello se decidió utilizar la velocidad de 5 100 ampollas/hora, por ser la velocidad en la cual la ampolla permanece más tiempo expuesto al ambiente antes de ser sellado, para procesar las 12 000 ampollas en un tiempo de 27 horas.

• Cantidad de solución de medio de cultivo a preparar y dispensar :

Para el caso de la validación del procesamiento aséptico el volumen de solución de medio de cultivo a dispensar no aparece en las regulaciones como un parámetro crítico desde el punto de vista aséptico, pero es importante considerar una cantidad mínima para facilitar la lectura de las posibles unidades contaminadas.

Para este estudio de validación se estableció dispensar un volumen de 2 mL de solución de medio de cultivo para las ampollas de 5 mL. Por lo tanto, se preparó una cantidad de solución de medio de cultivo suficiente para llenar el total de unidades planificadas, se retiró las muestras, dejando un resto de medio de cultivo en el recipiente para incubación. Se definió que la cantidad de medio a preparar es de 30 litros.

• Tiempo de duración de la operación de envase:

De acuerdo al tiempo de envase más largo, a la velocidad de la máquina y a la cantidad de ampollas a envasar, establecido en los puntos anteriores, se estimaron los siguientes tiempos:

- Montaje del sistema de envase: 0.5 horas

- Envase de solución de medio de cultivo: 27 horas - Tiempo total de operación: 27.5 horas.

(18)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

• Personal que interviene en el proceso:

En la etapa de filtración se requirió una sola persona de producción debidamente capacitada quien realizó las conexiones asépticas bajo flujo laminar.

En la etapa de envase, de acuerdo con el tiempo total de operación se requirió dos turnos de trabajo donde laboraron 3 personas de producción por turno y 1 persona de mantenimiento debidamente capacitadas en operaciones en área aséptica y quienes fueron dispuestos de la siguiente forma:

• Dos personas de Producción dentro de la sala de envase, una encargada del manejo de la envasadora Truking, la segunda encargada de apoyar en las actividades de descarga de ampollas envasadas

• Una persona de Producción para actividades de apoyo como controles ambientales en la sala de envase (controles ambientales) y fuera de la sala de envase, traslado de ampollas envasadas hacia el túnel de salida.

• Una persona de Mantenimiento quien realizó una simulación de intervención ante cualquier desperfecto en la operación del equipo

• Se evidenció un máximo de 3 personas en la sala de envase cuando ingresó personal de Mantenimiento.

(19)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

: Personal de producción : Personal de mantenimiento

Esquema N° 1: Esquema de distribución de personal en el proceso de llenado

(20)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Resumen de las Condiciones a Evaluar:

A continuación, se resumen las condiciones que se evaluaron durante la validación del procesamiento aséptico:

VARIABLE DE PROCESO PARAMETRO

Tipo de producto Solución

Sistema de envase primario (presentación) Ampollas de 1 mL o 5 mL

Tamaño del lote en la validación 12 000 unidades

Velocidad de la máquina envasadora 5 100 ampollas/hora

Tiempo total de operación 27.5 horas

Volumen de medio de cultivo a dispensar

1 mL o 2 mL (Según presentación

respectivamente)

Volumen de medio de cultivo a preparar 30 L

Número de personas participantes en filtración

(Producción) 1 persona

Número de persona participantes en envase (Producción)

3 personas por turno (2 personas dentro de sala de

envase)

(1 persona fuera de sala de envase)

Número de personas participantes en envase (Mantenimiento)

1 persona (dentro de sala de envase)

(21)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

2.2 Operaciones Preliminares:^14.15

- Se verificó los materiales a usar en la prueba: Medio de cultivo Caldo Digerido de Caseína y Soya, caldo Tioglicolato y ampollas de vidrio.

- Se solicitó el fraccionamiento (pesado) de los medios de cultivo Caldo Digerido de caseína y Soya y Caldo Tioglicolato bajo flujo laminar en el área de Control Microbiológico y se entregó a la sección de producción.

- Se verificó en el lote de producción la conformidad de la ejecución de la limpieza y sanitización del área limpia de acuerdo a los procedimientos vigentes.

- Se descargó los materiales esterilizados en autoclave el mismo día de la operación de envase.

- Se realizó el lavado y despirogenización de ampollas en línea a medida que requiera su utilización para el proceso de envase (este proceso se realizó en paralelo con el envase).

- Se realizó el estudio de procesamiento aséptico en condiciones normales de trabajo, utilizando los mismos equipos, materiales y personal que labora en las áreas respectivas.

2.3 Preparación del medio de cultivo:^14,15

- Se verificó el peso de la cantidad necesaria de medio de cultivo para preparar el volumen requerido, de acuerdo a la concentración establecida de 30 g/L (Caldo digerido de caseína y soya) o 29 g/L (Caldo de Tioglicolato).

- En un recipiente adecuado se disolvió completamente la cantidad pesada en agua para inyección y se verificó que se haya disuelto completamente (solución homogénea transparente).

- Se tomó una muestra para la determinación de pH de la solución preparada.

- Se tomó una muestra para la determinación de biocarga de la solución preparada.

- Se trasvasó la solución de medio de cultivo a un tanque presurizador y se filtró la solución utilizando filtro cápsula de 0.22 µm de porosidad y presión de nitrógeno, recepcionando el filtrado en un contenedor estéril (balón de vidrio) bajo flujo laminar.

- Se realizó la prueba de integridad de filtro al final del filtrado.

- Se registró las operaciones en el registro de manufactura respectivo.

(22)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Esquema Nº 2: Proceso de Preparación y Filtración del Medio de Cultivo SALA DE FABRICACIÓN

Nº 3

En un recipiente de acero inoxidable o en un balón de vidrio recolectar agua para inyección a 25 °C +/- 5 °C y disolver el medio de cultivo.

Agitar por espacio de 10 minutos y verificar la disolución completa.

MEDIO DE CULTIVO FILTRADO

Recepcionar la solución filtrada en un recipiente de vidrio neutro estéril (Balón de vidrio).

Realizar la prueba de integridad del filtro cápsula al final del proceso de envasado:

Presión de prueba: 50 – 68 PSI

SALA DE FILTRACION Nº 3

Trasvasar el medio de cultivo, hacia el Tanque Presurizador.

(23)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

2.4 Procedimiento para realizar el envase

- Se verificó que el área se encuentre lista para comenzar el proceso.

- Se verificó la existencia de todos los materiales requeridos para realizar el proceso.

- Se inició el lavado y despirogenado de las ampollas que se abastecen en línea a la envasadora (el inicio de esta etapa se realiza aproximadamente 1 hora antes de la conexión del sistema de envase al recipiente con la solución de medio de cultivo).

- Se inició el monitoreo ambiental.

- Se realizó el montaje del sistema de envase y conexión del sistema de envase con el recipiente conteniendo la solución de medio de cultivo a envasar.

- Se reguló la dosificación de volumen requerido para esta evaluación, así como ajuste del sellado respectivo.

- Antes de iniciar la operación de envase, se tomó una muestra de ampollas despirogenadas.

- Se comenzó la operación de envase según el IPV1-E213 “Manejo de la envasadora y selladora de ampollas Truking”.

- Se envasó realizando las paradas e intervenciones programadas según la siguiente secuencia:

(24)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Tabla 1: Secuencia de envase.

ETAPA Tiempo Intervención programada

Montaje del

sistema 30 min ---

ENVASE – INICIO

1 25 min ---

Parada

programada 270 min ---

ENVASE – INICIO

2 25 min Desconexión y reconexión del sistema

de envase Parada

Programada 270 min ---

ENVASE – MEDIO

de envase Parada

ENVASE – MEDIO

de envase Parada

ENVASE – FINAL

de envase Parada

ENVASE – FINAL

2 25 min Intervención de personal de

Mantenimiento

* Despeje de línea, cambios de turno y refrigerios

120 min ---

TOTAL 1650 min

(27.5 h) ---

(25)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

- Se colocó las ampollas envasadas en bolsas a medida que se fueron descargando de la máquina envasadora (aproximadamente 200 ampollas por bolsa). Se identificó numéricamente de forma correlativa.

- Se invertieron las bolsas que contienen las ampollas envasadas de tal forma que la solución de medio de cultivo toque todas las paredes internas de las ampollas y se envió a revisión.

- Finalizado la operación de envase, se envió el contenedor con un resto de 1 L aproximadamente, de medio de cultivo, junto con las muestras de ampollas vacías al laboratorio de Control Microbiológico para su análisis e incubación por 14 días.

- Se registró las operaciones en el registro de manufactura correspondiente.

- Se realizó la limpieza y sanitización de los equipos (por duplicado) y del área.

(26)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

ESQUEMA N° 3: Proceso de Envasado del Medio de Cultivo

Túnel de despirogenización de ampollas

Sala de envasado / Envasadora Truking

Las ampollas después del lavado y despirogenización en línea pasan a la sala de recepción de ampollas por una faja transportadora bajo flujo laminar. A su vez esta faja lleva las ampollas hacia la envasadora

Truking bajo flujo laminar Lavado de ampollas

Lavadora de ampollas

Envasadora de ampollas Truking

(27)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

2.5 Intervención simulada

Considerando el ingreso de personal de Mantenimiento, se realizó una intervención simulando problemas en el ajuste de posición de agujas de dosificación, de la siguiente forma:

o Se detuvo la alimentación de ampollas.

o Se retiró todas las ampollas existentes en la guía de alimentación al dosificador.

o Se simuló el ajuste de la zona de dosificación.

2.6 Monitoreo Ambiental.

- Se realizó el monitoreo ambiental según lo descrito en ICAL-P202 “Control de la biocontaminación de las salas limpias y ambientes asociados de producción de inyectables con procesamiento aséptico” y tomando en consideración lo siguiente:

• Monitoreo por exposición de placas teniendo en cuenta los puntos indicados en el formato FCAL-221 “Determinación de la biocontaminación del aire de la sala de envase de la Línea 3 de la sección PV1”.

• Monitoreo ambiental por muestreo volumétrico de aire principalmente en puntos bajo flujo laminar (zona crítica) y sala de envase.

• Control microbiológico de superficies de equipos e instalaciones considerando principalmente las superficies bajo flujo laminar (zona crítica) y sala de envase.

• Control microbiológico de personal, realizado al personal en cada salida de las operaciones de envase.

- Se trasladó todas las placas, utilizadas para el monitoreo, hacia el laboratorio de Control Microbiológico para su incubación.

- Después de la incubación se registró los resultados en los formatos correspondientes.^14,15

- Se separó todas las colonias obtenidas en los muestreos realizados a los grados A (ambientales y uniformes), así como en las unidades envasadas contaminadas.^14,15

(28)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

2.7 Inspección, incubación y lectura de las ampollas llenadas^14,15

- Finalizado el proceso de envase de las ampollas, se realizó la inspección visual al 100% de los lotes envasados. Se separó las ampollas dañadas (rajadas) y/o con defectos en el sellado.

- Se trasladó el lote revisado hacia la cámara de incubación de 20 °C a 25 °C.

- Se incubó las ampollas a una temperatura de 20 °C a 25 °C por 7 días.

- A los 7 días del período de incubación se realizó lo siguiente:

o Se invirtió las bolsas de ampollas.

o Se realizó la lectura del 100 % de las ampollas (opcional).

o Se trasladó las bandejas hacia la cámara de incubación de 30 °C a 35 °C.

- Se incubó las ampollas a una temperatura de 30 °C a 35 °C por 7 días más.

- Completado los 14 días de incubación total se realizó lo siguiente:

o Se invirtió las bolsas de ampollas antes de iniciar la lectura.

o Se realizó la lectura del 100% de las ampollas.

o Se separaron las ampollas contaminadas y se verificaron su condición con el especialista del laboratorio de Control Microbiológico presente en el área.

2.8 Inspección, incubación y lectura de los materiales utilizados

Se revisó, incubó y realizó la lectura de posible contaminación en el resto de solución de medio de cultivo en el recipiente de producto (balón) y muestra de ampollas vacías.

2.9 Prueba de Promoción de Crecimiento.^14,15

Se realizó la Prueba de Promoción de Crecimiento a la solución de medio de cultivo contenido en una muestra de ampollas al final de su incubación. Cada lote de medio de cultivo fue analizado por esta prueba para comprobar que tiene los nutrientes necesarios para promover el crecimiento de microorganismos presentes en el producto. Cada medio fue inoculado por duplicado con una cantidad de 10-100 microorganismos viables por mililitro e incubados a condiciones específicas.

(29)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

III RESULTADOS

Tabla 1. Pruebas microbiológicas realizadas en la validación del llenado aséptico.

Prueba / Chequeo Resultado

Unidades contaminadas Estéril

Esterilidad en muestra del granel Estéril

Prueba de Promoción de Crecimiento Conforme Ensayo de esterilidad de materiales Estéril

Esterilidad del Nitrógeno Estéril

Tabla 2. Control ambiental e indumentaria en proceso .

Prueba / Chequeo Resultado

Biocontaminación del aire:

Exposición de Placas Estéril

Biocontaminación del aire:

Muestreo Volumétrico Estéril

Biocontaminación de superficies:

Placas “RODAC” Estéril

Biocontaminación de Indumentaria en proceso:

Placas “RODAC”

Estéril

(30)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

IV. DISCUSIÓN

En la prueba de unidades contaminadas, para los tres lotes de solución de medio de cultivo no se detectaron unidades contaminadas (Ver Anexo 1:Tabla 1 ) y por lo tanto el porcentaje de la tasa de contaminación fue 0%, con lo cual se cumple el criterio de aceptación establecido en el protocolo de validación, considerando satisfactoria si en tres corridas consecutivas no se detecta ninguna unidad contaminada.

Para la prueba de esterilidad de muestra de granel, no se evidenció crecimiento en el resto de solución de medio de cultivo que quedó en el balón de vidrio. (Ver Anexo 1: Tabla 2). Esto demuestra que las operaciones en la etapa de filtración y posterior traslado a la sala de envase se realizaron satisfactoriamente.

Así también, considerando que el balón que contiene la solución de medio de cultivo es incubado por 14 días, se puede establecer que este contenedor puede mantener la esterilidad del producto durante este tiempo.

Los resultados observados para la prueba microbiológica de promoción de creciemiento en los tres lotes de medio de cultivo preparado de caldo digerido de caseina y soya y caldo tioglicolato(Ver Anexo 1:Tabla 3) ;confirman que el medio de cultivo promueve satisfactoriamente el crecimiento de los microorganismos de prueba.^14,15 Esta prueba se realizó a la solución de medio de cultivo contenida en una muestra de ampollas envasadas al final de su incubación

El medio de cultivo Caldo Digerido de Caseína y Soya se utiliza, debido a que permite el crecimiento de un amplio espectro de microorganismos y el medio de cultivo Caldo Tioglicolato porque permite el crecimiento de microorganismos anaerobios.¹⁵

(31)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Este medio de cultivo permite la recuperación eficaz de microorganismos gracias a su baja selectividad, debido a que no posee inhibidores de ninguna clase y su formulación incluye sustratos de fácil asimilación metabólica para los microorganismos. Permite un crecimiento eficiente de los microorganismos aerobios mesófilos (bacterias, levaduras y hongos) que son de difícil crecimiento en medios no selectivos, además es muy eficaz para la detección visual de crecimiento por turbidez gracias a la claridad que posee.¹⁶

De acuerdo con los resultados, en los tres lotes de medios de cultivo se evidencia crecimiento de microorganismos, lo que concuerda con los resultados encontrados por Ríos en el 2007 y Plasencia en el 2014, confirmando que este medio es capaz de promover el crecimiento bacteriano de manera ideal.

En el ensayo de esterilidad de materiales, para ayudar a la investigación en caso de fallas, se tomaron muestras de ampollas despirogenadas antes de ser utilizadas en la prueba. Como se puede apreciar en la tabla, la muestra de ampollas utilizadas en el proceso resultó estéril. Con estos resultados se puede concluir que las

operaciones de lavado y esterilización de ampollas son conformes.

Como ensayo complementario se realizó la prueba de esterilidad del nitrógeno, donde se utilizó dos filtros en la pre inyección y post inyección del nitrógeno. El servicio de nitrógeno se utilizó en el proceso de envase de la segunda corrida. (Ver Anexo 1: Tabla 5). El resultado de esterilidad de nitrógeno en ambos filtros es conforme. El sistema de presión positiva inyectada de nitrógeno gaseoso al medio de cultivo pasa por el sistema de filtración y realiza el recorrido pertinente hasta el llenado de ampollas de 5mL. Se observaron cada uno de los subprocesos y actividades de los operarios involucrados en el envase anotando los procedimientos realizados y las fallas humanas.⁸

Al final del proceso se contó el número total de ampollas envasadas con el medio de cultivo y los que fueron descartados por error del proceso por causa del operario o de la máquina envasadora. Igualmente se tuvieron en cuenta aspectos como: la presencia de fugas de medio en los envases y de materiales extraños.⁸

(32)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Para la prueba de biocontaminacion del aire por el método de exposición de placas durante el proceso de filtrado y envasado(Ver Anexo 2 : Tabla 1 y 2),se encontraron resultados estériles.El monitoreo por el método de exposición de placas se

encuentra dentro de los límites establecidos en la zona crítica de grado A (máximo 1ufc/placa) y su entorno grado B (máximo 5ufc/placa), obteniendo resultados menores a 1 ufc/placa en ambos procesos, lo cual garantiza el grado de limpieza requerido para este proceso.

El control de los factores ambientales es importante para la calidad del producto. La calidad del aire y aire en movimiento, cuidado y mantenimiento del área, y

movimientos del personal como su uniforme son de particular importancia.¹⁶

El aire para un área aséptica pasa a través de los filtros HEPA (High Efficiency Particle Air), los cuales retienen 99.97 % de todas las partículas con un tamaño de 0.5 µm de tamaño. El movimiento del aire puede ser en dirección horizontal y puede implicar un área confinada como lo es una mesa de trabajo o un cuarto integro.¹⁶

La siguiente prueba que se realizó fue la prueba de biocontaminación del aire por el método de muestreo volumétrico del aire, el cual se realizó en reposo y en operación. Los resultados obtenidos fueron menores a 1 ufc/cm³ ,los cuales se encuentran dentro de los límites establecidos para la zona de grado A y su entorno grado B. (Ver Anexo 2 :Tabla 3 y 4).

En la prueba de muestreo de superficies por el método de placas de contacto realizado al final del proceso de envase, se observan los puntos de muestreos del área de envase tomados en cuenta para la determinación de la biocontaminación en superficies, obteniendo resultados menores a 1ufc/placa, los cuales están dentro de los límites establecidos; máximo 1ufc/placa para zonas de grado A y máximo 5 ufc/placa para el entorno B. (Ver Anexo 2: Tabla 5)

Las superficies que no se encuentran en contacto directo con el producto no constituyen un punto crítico del proceso de control de esterilidad sin embargo la ausencia de microorganismos se debe tratar de mantener durante el proceso de envase aséptico.^8,16

(33)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Por último, en la prueba de muestreo de guantes y uniformes, se realizaron los muestreos al personal al final de las operaciones en el lote de solución de medio de cultivo procesado y en el producto, cuyos resultados fueron menores a 1ufc/placa, los cuales están dentro de los límites establecidos; máximo 1ufc/placa para zonas de grado A en guantes y máximo 3ufc/placa en uniformes y 5 ufc/placa para el entorno B. (Ver Anexo 2: Tabla 6).

Los guantes y uniformes de los operarios constituyen el punto más crítico en el proceso de control de esterilidad del envase de inyectables, ya que de las actividades y el seguimiento de los procedimientos estándares de operación por parte del personal a cargo de este proceso depende la calidad desde el punto de vista de esterilidad del producto en más del 80% de los procesos del área.⁸

Los resultados de ausencia de crecimiento de microorganismos en el control

ambiental por sedimentación, superficies y del personal en la etapa de envasado en los tres lotes se asemejan a lo encontrado por Bastías en el 2008, donde se

evidenció resultados de esterilidad en todo el proceso. A su vez, guardan relación con los resultados encontrados por Plasencia en el 2014.

(34)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

V. CONCLUSIONES:

1. Se validó el proceso de llenado aséptico de inyectables de pequeño volumen, cumpliendo con los criterios de aceptación de unidades contaminadas, promoción de crecimiento, esterilidad de materiales y del granel, biocontaminación del aire, superficies y de indumentaria.

2. Las operaciones asépticas en el proceso de envasado de inyectables de pequeño volumen cumplen con los ensayos y parámetros de control de validación, por lo tanto, el proceso mantiene su condición de validado.

3. El control del área estéril de fabricación y envasado en el proceso de llenado aséptico con medio de cultivo caldo es conforme, según especificaciones de control ambiental, de superficies críticas y del personal

4. La esterilidad en el proceso de llenado aséptico con medio de cultivo

es conforme, tanto en las unidades de producto envasado como en la etapa de filtrado del granel.

(35)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

VI. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS:

1. Aro M. Validación del Proceso de Llenado Aséptico de Soluciones Parenterales de Pequeño Volumen. [Tesis de Grado]. La Paz: Universidad Mayor de San Andrés;2014.

2. Glenn E. Aseptic Processing Working Group. PQRI. [Revista en línea]. Marzo 2003. [Fecha de Acceso: 08 de Diciembre del 2021]. 15- 30. Disponible en:

http://www.pqri.org/aseptic/imagespdfs/finalreport.pdf

3. Organización Mundial de la Salud. Prácticas adecuadas para la fabricación de productos farmacéuticos. En: Comité de Expertos de la OMS en Especificaciones para las Preparaciones Farmacéuticas: 32' informe. [En Línea] Ginebra: OMS; 1992 [[Fecha de Acceso: 05 de Diciembre del 2021].

Disponible en:

https://www.paho.org/hq/dmdocuments/2008/7_Anexo_6_del_informe_34.pdf

4. Salazar R. Problemas Tecnológicos en la Fabricación de Medicamentos.

Barcelona ;2015. p.302-305.

5. Posada M. Validación del Proceso de Llenado Simulado de Líquidos Estériles en la Industria Farmacéutica. [Tesis de Grado] Cuautitlan:

Universidad Nacional Autónoma de México;2009.

6. Farmacopea de los Estados Unidos, USP-43. Farmacopea de los Estados Unidos de América Formulario Nacional. Estados Unidos;2020.

7. Orozco C., Sánchez J. Metodología para el diseño de cuartos Limpios, Scientia et Técnica Año XI Universidad Tecnológica de Pereira;2008, p.187- 192.

(36)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

8. Ríos J. Validación preliminar del proceso de llenado aséptico en el área de inyectables del laboratorio VICAR FARMACÉUTICA S.A. Pontificia Universidad Javeriana. [Archivo en Línea]. 2007. [Fecha de Acceso: 06 de

Diciembre del 2021] p.1-108. Disponible en:

http://www.javeriana.edu.co/biblos/tesis/ciencias/tesis32.pdf

9. Caro C. Guía de Protocolos de Validación de Procesos Estériles. Asociación española de farmacéuticos de la industria. Madrid, 1991. pp. 1-9, 2-26.

10. Alvarez-Gonzalez, Marisol et al. Validación del llenado aséptico en la Planta de

Productos Parenterales 3 de BioCen. RTQ [En Linea]. 2016, vol.36, n.3 [Fecha de Acceso: 06 de Diciembre del 2021], pp.319-328. Disponible en:

<http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S222461852016000300 006&lng=es&nrm=iso>. ISSN 2224-6185

11. Fernández C. Et al. Metodología para la validación del llenado aséptico en un proceso de liofilización. Rev. Cubana Farm. [Revista en línea]. Abril 2007.

[Fecha de acceso: 06 de Diciembre del 2021]. 1- 20. Disponible en:

http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0034-75152007000 100004.

12. Plasencia E. Validación del Proceso de Llenado Aséptico de Preparados Oftálmicos del Laboratorio Vitaline S.A.C.[Tesis de Grado].Trujillo:Universidad Nacional de Trujillo; 2014.

13. Bastías L. Validación de un proceso de llenado aséptico para ampollas de 2mL

Laboratorio BIOSANO S.A. Univ. Andrés Bello. [Revista en línea]. Marzo 2008.

[Fecha de acceso: 08 de Diciembre del 2021]. 1-30. Disponible en:

http://biblioteca.unab.cl/client/en_US/inicio/search/detailnonmodal;jsessionid=

DF

(37)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

7AEFFF85945697F69808B2718C2B2E?qu=Farmacias.&d=ent%3A%2F%2F SD

_ILS%2F64%2FSD_ILS%3A64394~~0~1&ps=300

14. FDA. Guidance for Industry Sterile Drug Products Produced by Aseptic Processing — Current Good Manufacturing Practice. U.S. Department of Health and Human Services., September 2004.

15. WHO. Good Manufacturing Practices for Sterile Pharmaceutical Products.

Annex 6: WHO Technical Report Series, No. 961 (45 report), 2011.

16. Vera K. Fabricación de una Solución de Cloruro de sodio NaCl 0.9%

en un área aséptica de docencia. [Tesis de Grado].México: Universidad Nacional Autónoma de México;2012.

(38)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

VII. ANEXOS

ANEXO 1. PRUEBAS MICROBIOLÓGICAS REALIZADAS EN LA VALIDACIÓN DEL LLENADO ASÉPTICO

Tabla 1. Unidades contaminadas.

Lotes de solución medio de cultivo preparado Totales de Unidades VS-201201 VS-201202 VS-210105 N°. Unidades incubadas 12 491 12 541 12 239

N°. Unidades contaminadas 0 0 0

Tasa de contaminación (%) 0.0 % 0.0 % 0.0 %

Tabla 2. Verificación de la Esterilidad de la solución de medio de cultivo

Corrida

Lote de Solución de medio de cultivo

preparado

Verificación de la esterilidad

1° Corrida VS-201201 Estéril

2° Corrida VS-201202 Estéril

3° Corrida VS-210105 Estéril

Tabla 3: Verificación de la promoción de crecimiento

Corrida

Lote de Solución de

medio de cultivo preparado

Lote del Caldo digerido de caseína y soya

Lote del Caldo Tioglicolato

Pruebas de Promoción de

Crecimiento

1° Corrida VS-201201 VM881400 --- Conforme

2° Corrida VS-201202 --- VM861720 Conforme

3° Corrida VS-210105 VM881400 --- Conforme

(39)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Tabla 4: Esterilidad de materiales.

Corrida

preparado

Lote de ampollas vacías

Prueba de esterilidad

1° Corrida VS-201201 ME00060758

MC00053959 Estéril

2° Corrida VS-201202 MC00053959 Estéril

3° Corrida VS-210105 MC00053959

MC00053104 Estéril

Tabla 5: Ensayo Complementario-Esterilidad de nitrógeno

preparado

Control de la esterilidad Corrida

Nitrógeno Lote del filtro:

C9MA89577R (Pre inyección)

Estéril 2° Corrida VS-201202

Lote del filtro:

C9KA69278R (Post inyección)

Estéril

(40)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

ANEXO 2: CONTROL AMBIENTAL Y DE INDUMENTARIA

Tabla 1: Biocontaminación del aire (exposición de placas) en la sala de Filtrado

Grado Ubicación

Solución de medio de cultivo VS-201201 VS-

201202 VS-210105 ufc/placa ufc/placa ufc/placa FILTRADO

A

6.- Bajo el flujo laminar de

filtración <1 <1 <1

7.- Bajo el flujo laminar de

B 8.- Fuera del flujo laminar de

(41)

Tabla 2: Biocontaminación del aire (exposición de placas) en la sala de Envase

Solución de medio de cultivo

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ENVASE

1° Corrida (VS-201201)

A

1.- Bajo el

flujo laminar <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

2.- Cerca a la zona de llenado

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

3.- Ingreso de ampollas vacías

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

5.- Bajo el flujo laminar de recepción de ampollas

<1 <1 <1 <1 1 <1 <1 <1

6.- Bajo el

flujo laminar <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

(42)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa de filtración

(lado izquierdo) 7.- Bajo el flujo laminar de filtración (lado

derecho)

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

B

4.- Fuera del flujo laminar de envase

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

8.- Fuera del flujo laminar de Filtración

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

9.- Cerca a la puerta de descarga del autoclave

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

(43)

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa 10.- Dentro

del túnel UV <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

11.- Dentro

del túnel UV <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

12.- Pre área

N° 3 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

C

13.-Pre área

N° 2 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

14.- Pre área

N° 1 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

2° Corrida (VS-201202)

A

1.- Bajo el

flujo laminar <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

3.- Ingreso de

ampollas <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

(44)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa vacías

<1 <1 <1 <1 <1 1 <1 1

6.- Bajo el flujo laminar de filtración (lado

izquierdo)

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

derecho)

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

B

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

(45)

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa 8.- Fuera del

flujo laminar de Filtración

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

10.- Dentro

del túnel UV <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

11.- Dentro

del túnel UV <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

12.- Pre área

N° 3 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

C

13.-Pre área

N° 2 1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

14.- Pre área

N° 1 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

3° Corrida (VS-210105)

(46)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa

A

1.- Bajo el

flujo laminar <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

3.- Ingreso de ampollas vacías

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

izquierdo)

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

7.- Bajo el <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

(47)

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa flujo laminar

de filtración (lado

derecho)

B

<1 <1 <1 <1 <1 <1 <1 <1

8.- Fuera del flujo laminar de Filtración

<1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

10.- Dentro

del túnel UV <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

11.- Dentro

del túnel UV <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

(48)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Reposo 1° Control 2° Control 3° Control 4° Control 5° Control 6° Control 7° Control ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa ufc/placa 12.- Pre área

N° 3 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

C

13.-Pre área

N° 2 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

14.- Pre área

N° 1 <1 ---- ---- ---- ---- ---- ---- ----

(49)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Tabla 3: Muestreo volumétrico del aire en la sala de Filtración

Solución de medio de cultivo VS-

201201

VS- 201202

VS- 210105 ufc/m³ ufc/m³ ufc/m³ FILTRACIÓN

A 3.- Bajo el flujo laminar filtración <1 <1 <1 B 5.- Fuera del flujo laminar sala de

(50)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Tabla 4: Muestreo volumétrico del aire en la sala de Envasado

Reposo 1° Control 2° control 3° Control ufc/m³ ufc/m³ ufc/m³ ufc/m³ ENVASE

1° Corrida (VS-201201)

A 1.- Bajo el flujo laminar de envase <1 <1 <1 <1

2.- Bajo el flujo laminar recepción de ampollas <1 <1 <1 <1

B 4.- Fuera del flujo laminar de envase <1 <1 <1 <1

6.- Fuera del flujo laminar recepción de ampollas <1 <1 <1 <1 2° Corrida (VS-201202)

6.- Fuera del flujo laminar recepción de ampollas <1 <1 <1 <1 3° Corrida (VS-210105)

6.- Fuera del flujo laminar recepción de ampollas <1 <1 <1 <1

(51)

Biblioteca de la Facultad de Farmacia y Bioquímica

Tabla 5: Muestreo de superficie (placas de contacto “RODAC”)

Grado Puntos de muestreo

Solución de medio de cultivo VS-201201 VS-201202 VS-210105

ufc/placa ufc/placa ufc/placa Envase

A

1.- Cortina de flujo laminar Envase

Nº 3 <1 <1 <1

2.- Mesa bajo flujo laminar Envase

Nº 3 <1 <1 <1

4.- Faja de ingreso Envase Nº 3 <1 <1 <1 5.- Base de equipo de Envase Nº 3 <1 <1 <1 6.- Faja de ingreso sala Recepción

de ampollas <1 <1 <1

7.- Parte interna de mampara de flujo laminar sala de Recepción de ampollas

<1 <1 <1

B

8.- Pared sala de recepción de

ampollas <1 <1 <1

10.- Pared sala de Envase Nº 3 <1 <1 <1 11.- Manija túnel UV sala de

recepción Nº 2 <1 <1 <1

12.- Pared Pasadizo <1 <1 <1

Nota: Puntos críticos – Grado A