SERGI
SERGIO SÁNCHEZ
SÁNCHEZ ENRÍQUEZ
ENRÍQUEZ
LUIS JAVIER
JAVIER FLORES ALVARADO
ALVARADO
CARMEN
CARMEN MAGDALENA
MAGDALENA GURROLA
GURROLA DÍAZ
DÍAZ
PATRICI
PATRICIA HEREDIA
HEREDIA CHÁVEZ
CHÁVEZ
TERCERA EDICIÓN
Manual de
prácticas de laboratorio de
prácticas de laboratorio de
SÁNCHEZ • FLORES • GURROLA • HEREDIA
MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORA
TORIO DE
Supervisora de producción: Ángela Salas Cañada
Prohibida la reproducción total o parcial de esta obra, por cualquier medio, sin autorización escrita del editor.
DERECHOS RESERVADOS © 2014, respecto a la tercera edición, por McGRAW-HILL INTERAMERICANA EDITORES, S. A. de C. V.
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Miembro de la Cámara Nacional de la Industria Editorial Mexicana, Reg. No. 736
ISBN: 978-1-4562-2012-9
ACH 04/14
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Impreso en México Printed in Mexico NOTA
La medicina es una ciencia en constante desarrollo. Conforme surjan nuevos conocimientos, se requerirán cambios de la terapéutica. El(los) autor(es) y los editores se han esforzado para que los cuadros de dosifi cación medicamentosa sean precisos y acordes con lo establecido en la fecha de publicación. Sin embargo, ante los posibles errores humanos y cambios en la medicina, ni los editores ni cualquier otra persona que haya participado en la preparación de la obra garantizan que la información contenida en ella sea precisa o completa, tampoco son responsables de errores u omisiones, ni de los resultados que con dicha información se obtengan. Convendría recurrir a otras fuentes de datos, por ejemplo, y de manera particular, habrá que consultar la hoja informativa que se adjunta con cada medicamento, para tener certeza de que la información de esta obra es precisa y no se han introducido cambios en la dosis recomendada o en las contraindicaciones para su administración. Esto es de particular importancia con respecto a fármacos nuevos o de uso no frecuente. También deberá consultarse a los laboratorios para recabar información sobre los valores normales.
PEDRO GARZÓN DE LA MORA
Médico Cirujano y Partero, Universidad de Guadalajara (U de G)
Doctorado en Ciencias Biomédicas, U de G Profesor Investigador Titular, CUCS, U de G
MERCEDES GONZÁLEZ HITA
Químico Farmacobiólogo, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM)
Maestría en Nutrición y Metabolismo, Massachusetts Institute of Technology Doctorado en Bioquímica, Massachusetts
Institute of Technology Profesora perfi l PROMEP Cuerpo Académico de Estudio
Multidisciplinario de Enfermedades Crónico Degenerativas, UDG-CA-533 Profesora Investigadora Titular C de
Bioquímica, CUCS, U de G Perfi l PROMEP
CARMEN MAGDALENA GURROLA DÍAZ
Química Farmacobióloga, Maestría en Ciencias Biomédicas, Especialidad en Genética Humana, Universidad de Guadalajara (U de G)
Doctora en Ciencias, Universidad Ruprecht-Karls de Heidelberg, Alemania
Profesora Investigadora Titular B, Instituto de Enfermedades
Crónico-Degenerativas, CUCS, U de G
PATRICIA HEREDIA CHÁVEZ
Química Farmacobióloga, Universidad de Guadalajara (U de G)
Especialidad de Docencia en el Área de Bioquímica, Universidad Autónoma de Aguascalientes Especialidad en Docencia Universitaria,
Universidad del Valle de Atemajac Maestría en Investigación en Ciencias
de la Educación, U de G
Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica, Laboratorio de Bioquímica. CUCS, U de G
LUIS HUACUJA RUIZ
Licenciatura en Biología, Maestría en Biología Molecular, UNAM Doctor en Ciencias, U de G Profesor Investigador Titular A,
Instituto de Enfermedades
Crónico-Degenerativas. CUCS, U de G
MARÍA DE LOURDES ISAAC VIRGEN
Doctora en Ciencias. Maestría en Nutrición Química Farmacobióloga, Médica en
Veterinaria y Zootecnista, U de G
Profesora Investigadora Titular C, Departamento de Biología Molecular y Genómica,
División de Ciencias Básicas. CUCS, U de G Perfi l PROMEP
Miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-1)
IRMA NOEMÍ LÚA RAMÍREZ
Química Farmacobióloga, Universidad de Guadalajara (U de G)
Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica, Laboratorio de Bioquímica. CUCS, U de G
Maestría en Metodología de la Enseñanza, U de G
BEATRIZ TERESITA MARTÍN MÁRQUEZ
Química Farmacobióloga, Universidad de Guadalajara (U de G)
Profesora Investigadora Asociada B. CUCS, U de G
Maestría en Ciencias Biomédicas con Orientación en Inmunología, U de G
MARTHA LETICIA ORNELAS ARANA
Médica Cirujana y Partera, Universidad de Guadalajara (U de G)
Doctorado en Genética Humana Miembro del Cuerpo Académico
de Enfermedades Metabólicas CA-27, U de G
Profesor Docente Asociado B Perfi l PROMEP
Colaboradores
MARÍA ROSALBA RUIZ MEJÍA
Cirujana Dentista, Universidad de Guadalajara (U de G) Maestría en Salud Pública, U de G Profesora perfi l PROMEP
Coordinadora de Docencia del Departamento de Biología Molecular y Genómica Profesora Docente Titular. CUCS, U de G
SONIA URIBE LUNA
Profesora Investigadora. Departamento de Clínicas Quirúrgicas, Instituto de Oftalmología y Ciencias
Visuales. CUCS, U de G
Doctora en Ciencias con especialidad en Microbiología, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas del Instituto Politécnico Nacional (IPN)
Perfi l PROMEP
GUILLERMO PÉREZ GARCÍA
Médico Cirujano y Partero, Universidad de Guadalajara (U de G)
Doctorado en Genética Humana Jefe del Laboratorio de Bioquímica.
CUCS, U de G
Miembro del Cuerpo Académico de Enfermedades Metabólicas CA-27, U de G
Profesor docente titular C Perfi l PROMEP
IRMA RAMOS RODRÍGUEZ
Química Farmacobióloga, Universidad de Guadalajara (U de G)
Licenciada en Nutrición, U de G Doctora en Ciencias de la Salud
en el Trabajo, U de G
Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica. Laboratorio de Bioquímica, CUCS, U de G
MERCEDES ROMERO GÓMEZ
Química Farmacobióloga, Universidad de Guadalajara (U de G)
Académica del Departamento de Biología Molecular y Genómica. Laboratorio de Bioquímica. CUCS, U de G Miembro del Cuerpo Académico
de Enfermedades Metabólicas CA-27, U de G
del metabolismo y métodos diagnósticos de las enferme-dades por atesoramiento de glucógeno. Entre los cursos que ha impartido se cuentan los de bioquímica avanzada y fi siopatología molecular para estudiantes del doctorado en Farmacología. Es profesor del curso de Estructura y función celular.
La doctora Carmen Magdalena Gurrola Díaz es Quí-mica Farmacobióloga y tiene maestría en Ciencias Bio-médicas, con especialidad en Genética Humana, por la U de G. Tiene doctorado en Ciencias, por la Universidad Ruprecht-Karls de Heidelberg, Alemania. Actualmen-te es Profesora Investigadora Titular “C”, en el CUCS, U de G. Tiene perfi l PROMEP y es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I), así como del Institu-to de Enfermedades Crónico-Degenerativas.
La doctora Patricia Heredia Chávez es Química Farmacobióloga por la U de G. Tiene especialidad de Docencia en el área de Bioquímica, por la Universidad Autónoma de Aguascalientes, y especialidad en Docencia Universitaria por la Universidad del Valle de Atemajac. Tiene también Maestría en Investigación en Ciencias de la Educación, por la U de G.
El doctor Sergio Sánchez Enríquez es médico cirujano y partero. Cuenta con una especialidad en ortopedia y trau-matología, una maestría en farmacología y un doctorado en biología molecular en medicina, todos ellos por la Uni-versidad de Guadalajara (U de G). Entre los cursos que ha impartido se cuentan los de fi siología humana, farma-cología humana, terapéutica farmacológica, bioquímica y bioquímica clínica. Actualmente es Profesor Investiga-dor Titular “C”, en el Centro Universitario de Ciencias de la Salud (CUCS), U de G. Tiene Perfi l PROMEP y es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I). Responsable del Cuerpo Académico consolidado UDG-CA-533 de Estudio multidisciplinario de las Enfermeda-des Crónico-Degenerativas.
El doctor Luis Javier Flores Alvarado es médico, ci-rujano y partero, por la Facultad de Medicina de la U de G. Tiene una maestría en Ciencias, con especialidad en biología celular, por el Centro de Investigaciones y Estu-dios Avanzados. Es Profesor Investigador Titular “C”, en el CUCS, U de G. Posee perfi l PROMEP y es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (SNI-I). Ha to-mado cursos de farmacología molecular, errores innatos
Acerca de los autores
Contenido
Práctica 5. Regulación no específi ca
de la actividad enzimática . . . 35
• Irma Noemí Lúa Ramírez • Carmen Magdalena Gurrola Díaz • Patricia Heredia Chávez • Sergio Sánchez Enríquez Práctica 6. Metabolismo de carbohidratos. . . 47
• Sergio Sánchez Enríquez • Mercedes Elvira González Hita • Luis Javier Flores Alvarado Práctica 7. Metabolismo de lípidos . . . 57
• Patricia Heredia Chávez • Irma Ramos Rodríguez • Mercedes Elvira González Hita • Sergio Sánchez Enríquez Práctica 8. Metabolismo de compuestos nitrogenados . . . 67
• Irma Noemí Lúa Ramírez • María Rosalba Ruiz Mejía • Beatriz Teresita Martín Márquez • Luis Javier Flores Alvarado • Sergio Sánchez Enríquez Práctica 9. Extracción de DNA de células vegetales . . . 73
• Sonia Uribe Luna • Irma Noemí Lúa Ramírez • María Rosalba Ruiz Mejía • Mercedes Romero Gómez • Sergio Sánchez Enríquez Apéndices 1. Defi nición de prefi jos, unidades y constantes físicas . . . 77
• Sonia Uribe Luna 2. Constantes biológicas . . . 79
• Mercedes Romero Gómez 3. Determinación del gasto energético diario (GED). . . 81
• Sergio Sánchez Enríquez • Patricia Heredia Chávez 4. Historia clínica . . . 87
• Sergio Sánchez Enríquez Colaboradores . . . v
Acerca de los autores . . . vii
Prólogo. . . x
Presentación del manual. . . 1
Guía del estudiante . . . 2
Diagrama de fl ujo para la elaboración del caso integrador . . . 3
Normas de seguridad en el laboratorio. . . 4
Acciones que se deben tomar en caso de accidente . . . 4
Recomendaciones para tener éxito en las prácticas . . . 5
Práctica 1. Normas de bioseguridad y manejo de muestras biológicas, material, equipo y procedimientos. . . 7
• Mercedes Romero Gómez • María de Lourdes Isaac • Virgen Luis Huacuja Ruiz • Irma Ramos Rodríguez • Martha Leticia Ornelas Arana • Guillermo Pérez García Práctica 2. Agua y soluciones. . . 15
• Mercedes Romero Gómez • María de Lourdes Isaac Virgen • Luis Huacuja Ruiz • Irma Ramos Rodríguez • Sergio Sánchez Enríquez Práctica 3. pH y amortiguadores . . . 21
• Sonia Uribe Luna • Patricia Heredia Chávez • Sergio Sánchez Enríquez • Pedro Garzón de la Mora Práctica 4. Aminoácidos y proteínas . . . 29
• Carmen Magdalena Gurrola Díaz • María de Lourdes Isaac Virgen • Sergio Sánchez Enríquez
estos conocimientos, obtenidos en un salón de laborato-rio, más tarde en su carrera profesional. De tal manera, estudiantes de las carreras de medicina, odontología, nu-trición, enfermería, cultura física y del deporte, y técnicos superiores en radiología e imagen, encontrarán en este Manual de prácticas un recurso didáctico y aplicativo im-portante para el desarrollo de un ejercicio intelectual que encontrará su nicho de aplicabilidad no sólo durante su estancia en nuestro Centro Universitario de Ciencias de la Salud, sino tal vez más allá de su entorno.
Los autores de este manual de prácticas, pertene-cientes a la Academia de Bioquímica, han hecho un es-fuerzo honesto y auténtico para que nuestros alumnos de Bioquímica “aprendan a no temerle” más al proceso de aprendizaje de la Bioquímica. Que aprendan a entender que los procesos metabólicos, y que las reacciones interio-rizadas en cada célula de nuestro cuerpo, son más lumino-sas y fáciles de entender de lo que aparentan.
Dr. en C. Juan Armendáriz Borunda
La Universidad de Guadalajara, y en particular el Cen-tro Universitario de Ciencias de la Salud, han hecho un enorme esfuerzo para que los alumnos involucrados en el proceso de enseñanza-aprendizaje relacionado con las ciencias básicas impartidas, tengan en sus manos las herramientas necesarias para entender y comprender una de las materias más importantes en su formación: la Bioquí mica. Este Manual de prácticas de Laboratorio de bioquímica conducirá a nuestros alumnos al interior de la mayor parte de conceptos de bioquímica en sus as-pectos fundamentales. Así, es evidente que este manual complementará los conocimientos que serán impartidos en el aula de manera teórica, fundamentados en la ex-periencia de maestros de bioquímica que han impartido dicha asignatura por muchos años.
La metodología utilizada y fundamentada en este Manual de prácticas permite de manera sencilla, pero al mismo tiempo científi ca y validable, que el alumno nave-gue por experimentos y reacciones que sin duda alguna lo llevarán a preguntarse de qué manera podrá aplicar
Presentación del manual
El presente Manual de prácticas de bioquímica se ha
di-señado para realizar actividades en el laboratorio y ex-tra-aula con el fi n de que cada uno de los estudiantes de Ciencias de la Salud fortalezca o adquiera nuevas habi-lidades y conocimientos de Bioquímica con experiencias propias o cercanas a ellos.
En el Manual de prácticas se contemplan tres aspec-tos a desarrollar:
• Empleo de equipo e introducción a los conceptos básicos del laboratorio de Bioquímica.
• Ejecución de experimentos que manifi estan las propiedades estructurales y químicas del agua y diferentes biomoléculas.
• Fundamentos del análisis bioquímico, su aplica-ción en la clínica e integraaplica-ción metabólica.
Las prácticas se desarrollan en concordancia con el programa de estudios por competencias, teniendo como eje conceptual la relación del hombre con su medio nu-tricio.
Por ello, en la programación de las prácticas se ha considerado que cada una debe representar la actividad integradora de cada unidad. Con el fi n de reforzar los conocimientos adquiridos, en cada práctica se incluyen
actividades de aprendizaje, en las que el estudiante debe
realizar una investigación bibliográfi ca que sustente la respuesta dada a la actividad correspondiente.
Con el fi n de evitar un aprendizaje fragmentado de la bioquímica y facilitar la integración del metabolis-mo de los nutrientes, las muestras biológicas deben obte-nerse de los alumnos, bajo condiciones específi cas. Para ello, se requiere la participación de estudiantes que pre-senten sobrepeso, presión arterial elevada, antecedentes familiares relacionados con enfermedades
cardiovascula-res o diabetes. A lo largo del curso práctico se evalúan pa-rámetros antropométricos y bioquímicos que presentan una correlación integral. El análisis y la interpretación de estos datos en su conjunto representan el Caso inte-grador del Programa por Competencias de Bioquímica. Por ello, los esfuerzos de profesores y estudiantes deben encaminarse a la recolección, el análisis de los datos y la interpretación de los resultados, para concluir con el Seminario de Integración Metabólica.
Teniendo como meta la elaboración del Caso inte-grador que refl eje el aprendizaje obtenido, se invita a los estudiantes a participar y cooperar en el desarrollo de cada una de las prácticas. En la Guía del estudiante de este
manual se encuentran la programación y las condiciones en que el alumno debe asistir a su toma de muestra. Esta experiencia permite al participante y a sus compañeros contar con el material biológico apropiado para la reali-zación de las prácticas.
El estudiante tiene la vivencia de ser un paciente, lo que le permite identifi car y valorar los obstáculos que po-drían afectar el éxito de un diagnóstico. Esta actividad también permite sensibilizar al estudiante para que de-sarrolle habilidades, al solicitar que un paciente se incor-pore a un régimen nutricional y modifi que su actividad física, sus actitudes o sus hábitos nocivos.
Al concluir la asignatura de Bioquímica, el estu-diante tendrá las bases para continuar con su programa formativo y habrá adquirido nuevas actitudes y valores requeridos en un profesional de Ciencias de la Salud.
Los profesores, los técnicos, los instructores y el per-sonal administrativo de la Academia de Bioquímica dan la bienvenida a los estudiantes y les ofrecen su mejor dis-posición para que tengan una productiva estancia en el laboratorio de Bioquímica.
A continuación se describe el proceso para desarrollar el ejercicio de la integración metabólica. Asimismo, para una mejor comprensión, se acompaña de un diagrama de fl ujo.
1. El estudiante realizará como actividades prelimina-res lo siguiente:
a) El llenado de las actividades extra-aula, que se encuentra en la Práctica núm. 6 (Metabolismo de
carbohidratos) y deberá completarse dos semanas antes de su realización.
El registro tendrá la siguiente información: • Edad
• Peso • Estatura
• Índice de masa corporal (IMC) • Diámetro de cintura
• Porcentaje de grasa por bioimpedancia • Presión arterial
• Factores de riesgo para diabetes mellitus tipo 2
Con excepción de la presión arterial y el por-centaje de grasa, los cuales se determinarán du-rante la Práctica núm. 6, todos los demás datos
serán obtenidos por el estudiante.
Nota: la forma apropiada para obtener
cada uno de los datos se indica en la Práctica núm. 6.
b) El estudiante también llenará la información so-bre sus antecedentes familiares de padecer diabe-tes mellitus. Los datos provendrán de al menos tres familiares directos entre 18 y 55 años de edad, en el siguiente orden de prioridad: padre, madre, hermanos, abuelos y tíos.
La información será recabada para comple-tar el registro localizado en la Actividad extra-au-la de extra-au-la Práctica núm. 6.
2. El profesor revisará la información solicitada en el punto anterior dos semanas antes de realizar la Prác-tica núm. 6 y seleccionará a tres estudiantes, entre 18
y 35 años, que presenten factores de riesgo de diabe-tes mellitus.
3. En la Práctica núm. 6 se tomará sangre en ayuno de
12 horas, así como a los 30 y 90 min después de un desayuno habitual, a los tres estudiantes con predis-posición de desarrollar diabetes mellitus. La sangre se centrifugará para la obtención de plasmasuero.
La determinación de la glucosa deberá realizarse dentro de los 90 min de haberse tomado la muestra, por lo que se recomienda que se extraiga la muestra de sangre y tome su desayuno antes de iniciar con la explicación de la práctica. En caso de que no se hubiese logrado determinar la glucosa posprandial en la sesión de la Práctica núm. 6, determinarla en la Práctica núm. 7.
Si la glucemia posprandial está por arriba de 160 mgdl, se recomendará al estudiante repetir su análisis en un laboratorio particular y solicitar una consulta médica.
A partir de esta fecha, los estudiantes en estudio iniciarán una dieta, indicada por un nutriólogo de la Unidad de Síndrome Metabólico del Laboratorio de Bioquímica (Departamento de Bioquímica y Genó-mica del CUCS), y 30 min de actividad física diaria (caminata).
En otra ciudad:
4. En la Práctica núm. 7 se tomarán muestras de sangre
(ayuno de 12 horas) a los estudiantes sometidos a dieta y actividad física para la obtención de plasma suero. Se determinarán colesterol, triacilgliceroles y c-HDL de las muestras. Se integrarán los resultados de esta práctica con los de la glucemia determinada en la Práctica núm. 6, para determinar si el
estudian-te presenta síndrome metabólico o está en riesgo de padecerlo.
5. En la Práctica núm. 8 se determinarán los
compues-tos nitrogenados de las muestras. Se compararán los resultados para conocer si existe una relación entre los valores encontrados en las prácticas previas.
6. Se recopilarán todos los datos para llevar a cabo un análisis de los mismos y presentarlos en el Seminario de Integración Metabólica.
a. Llenar la información clínica y antropométrica del estudiante, siguiendo las instrucciones de la Práctica núm. 6.
b. Incluir la información de los antecedentes familiares.
Actividad extra-aula 1
a. Obtener muestra de sangre en ayuno de 12 horas de los estudiantes que se encuentren bajo una dieta balanceada y ejercicio.
b. Determinar glucosa, lípidos y triacilgliceroles.
Actividad de la Práctica núm. 7 4
a. Determinar la concentración de los compuestos nitrogenados de las muestras basales, posprandiales y después de dieta y ejercicio.
b. Recabar la información de todos los datos obtenidos.
Actividad de la Práctica núm. 8 5
Presentación del CASO INTEGRADOR.
Seminario de Integración Metabólica 6
a. Determinar el porcentaje de grasa empleando la báscula de bioimpedancia.
b. Determinar el IMC.
c. Determinar el riesgo de desarrollar diabetes mellitus tipo 2. d. Determinar la predisposición al desarrollo del síndrome
metabólico.
e. El profesor seleccionará con dos semanas de anticipación a tres estudiantes con predisposición a desarrollar síndrome metabólico y les dará indicaciones para la toma de muestras.
Actividad preliminar para la Práctica núm. 6 2
a. Obtener suero o plasma en ayuno de 12 horas.
b. Inmediatamente después de la toma de muestra el estudiante ingerirá su desayuno habitual.
c. Determinar glucosa basal y posprandial a los 30 y 90 min. Si los valores a los 90 min se encuentran por arriba de 160 mgdl, realizar recomendaciones al estudiante.
d. Iniciar una dieta adecuada recomendada por un nutriólogo y 30 min de caminata diaria. Mantener dieta y ejercicio por 15 días.
Actividad de la Práctica núm. 6 3
en el laboratorio
El funcionamiento correcto del laboratorio está sujeto al cumplimiento de las siguientes normas:
1. El alumno ingresará al laboratorio con bata, la cual debe ser blanca y de manga larga. Es indispensable portar la bata abotonada y guardar el comportamien-to apropiado durante la estancia en el laboracomportamien-torio.
2. El alumno se familiarizará con los sitios en donde se encuentran localizadas las regaderas, extinguidores, botes de basura, caja para material punzocortante, bolsa roja para desecho de material biológico, etc. El material punzocortante y desechos biológicos debe-rán depositarse en los contenedores correspondientes.
3. En ningún momento se permitirá la aplicación de
cosméticos, fumar yo ingerir alimentos dentro del laboratorio.
4. Tomar la postura más cómoda para trabajar
correc-tamente con el fi n de tener el control y precisión de los movimientos durante el uso de materiales, equi-pos y reactivos.
5. Limpiar las mesas de trabajo antes y después de cada práctica, así también durante la práctica si se ha de-rramado algún reactivo o muestra biológica.
6. Para evitar quemaduras, se deberán apagar mecheros yo planchas calientes cuando éstos no se utilicen. Así también, se deberán emplear gradillas o pinzas para sostener o transportar tubos calientes.
7. Mantener las sustancias químicas infl amables aleja-das de fuego, planchas calientes, o ambos.
8. No se deberá olfatear yo probar reactivos o solu-ciones. No se debe mirar nunca el interior de un tubo de ensayo que se esté calentando, ni apuntar hacia alguna persona porque el contenido podría proyec-tarse en cualquier momento. La misma precaución debe tomarse cuando se mezclen reactivos o se agiten vigorosamente los tubos.
9. Utilizar guantes de látex y gafas de seguridad cuando se manejen ácidos, hielo seco o sustancias descono-cidas.
10. Utilizar pipetores o perilla de goma para la medición de los líquidos corrosivos, ácidos, bases, sustancias volátiles, venenos, entre otros. No aspirar con la boca.
11. Evitar agregar agua sobre ácidos para prevenir que-maduras por proyección. Para diluir cualquier ácido, se vierte el ácido sobre el agua y nunca agua sobre ácido. Emplear baño de hielo o baño de agua fría para preparar soluciones diluidas de ácidos.
12. Mantener los frascos de reactivos tapados para evitar derrames.
13. Depositar en los recipientes apropiados las puntillas y lavar las pipetas inmediatamente.
14. Utilizar guantes desechables cuando se manejen
muestras biológicas. Considerar que cualquier mate-rial biológico es potencialmente infeccioso aun cuan-do proceda de personas aparentemente sanas.
15. Lavarse las manos con agua y jabón antes de salir del laboratorio.
16. Reportar inmediatamente al profesor del laboratorio cualquier accidente o lesión que suceda para que se tomen las medidas apropiadas.
Acciones a tomar
en caso de accidente
1. En caso de que exista contacto de ácidos o bases con la piel, ojos o boca. Se recomienda enjuagar el área con abundante agua con el propósito de disminuir su acción por dilución; para ello en el laboratorio exis-ten las tarjas, regaderas especiales y lavaojos.
2. En caso necesario llamar inmediatamente a los telé-fonos de urgencias en Guadalajara: 066; Cruz Roja (3613-1550, 3614-2707 y 3614-5600); Cruz Verde (3614-5252, 3613-1572, 3812-5143 y 3643-7190). En otra ciudad:
3. En caso de ingestión de corrosivos NUNCA
provo-car vómito. Si existe ingestión de ácidos hacer beber inmediatamente una solución de bicarbonato de so-dio (2 cucharadas soperas en 2 vasos de agua); en
caso de ingestión de soluciones cáusticas (hidróxido de sodio o de potasio) ingerir una cucharada de vina-gre o 25 ml de jugo de limón en agua.
4. Al ingerir otras sustancias químicas hacer vomitar a la persona accidentada. Vigilar que exista una venti-lación adecuada y mantener las vías aéreas permea-bles mientras se traslada al hospital.
5. Si hay derramamiento de un ácido, neutralizar agre-gando bicarbonato de sodio y en caso de bases agregar ácido acético (vinagre). NUNCA tratar de adicionar agua. Emplear bata, guantes y gafas durante la lim-pieza.
Recomendaciones para
tener éxito en las prácticas
1. El alumno leerá la práctica completa y la discutirá con el profesor antes de la realización de la misma.
2. Los útiles y objetos personales deberán ser colocados en la parte inferior de las mesas de trabajo.
3. El material con el que se trabajará deberá estar per-fectamente limpio antes y después de la práctica.
4. Antes de preparar las mezclas de reacción etiquetará apropiadamente cada uno de los tubos con marcador indeleble.
5. Por ningún motivo alterar el orden de adición de
reactivos en la práctica.
6. Utilizar agua destilada en todos los experimentos en los que se solicite agregar agua.
7. Mantener los frascos de reactivos tapados para evitar contaminación yo vaporización de los mismos.
8. Utilizar sólo la cantidad requerida de reactivos para evitar el desperdicio de los mismos.
9. Procurar no regresar excedentes de reactivo al frasco de donde se extrajo el mismo.
• Mercedes Romero Gómez • María de Lourdes Isaac Virgen • Luis Huacuja Ruiz
• Irma Ramos Rodríguez • Martha Leticia Ornelas Arana • Guillermo Pérez García
Normas de bioseguridad y manejo
de muestras biológicas, material,
equipo y procedimientos
1
Práctica
Normas de bioseguridad general
a) Mantener el lugar de trabajo en condiciones higiéni-cas y aseadas.
b) Evitar maquillarse, fumar, comer o beber en el sitio de trabajo.
c) No guardar alimentos en los equipos donde se refri-geran sustancias contaminantes o químicas.
d) Manejar a todo paciente como si pudiera estar in-fectado.
e) Lavarse con cuidado las manos antes y después de
cada procedimiento.
f) Utilizar de forma sistemática guantes plásticos o de látex en procedimientos en que se manipulan sustan-cias biológicas, se maneja instrumental o equipo con-taminado en la atención de los pacientes, o en ambas situaciones.
g) Abstenerse de tocar con las manos enguantadas al-guna parte del cuerpo y de manipular objetos dife-rentes a los requeridos durante el procedimiento.
h) Emplear mascarilla y protectores oculares durante procedimientos que puedan generar salpicaduras, gotitas aerosoles de sangre u otros líquidos corpo-rales.
i) Usar bata durante la estancia en el laboratorio.
j) Mantener los elementos de protección personal en condiciones óptimas de aseo, en un lugar seguro y de fácil acceso.
k) Si se tienen lesiones exudativas o dermatitis serosas, evitar la atención directa de pacientes hasta que éstas hayan desaparecido.
l) Utilizar las técnicas correctas en la realización de todo procedimiento.
m) Manejar con estricta precaución los elementos pun-zocortantes y desecharlos en los recipientes indica-dos, a prueba de perforaciones.
n) Evitar el cambio de los elementos punzocortantes de un recipiente a otro.
o) Evitar el reciclaje de material contaminado, como agujas, jeringas u hojas de bisturí.
p) Desinfectar y limpiar las superfi cies y los equipos de trabajo, en caso de contaminación.
q) En caso de que se rompa material de vidrio contami-nado con sangre u otro líquido corporal, recoger los trozos con escoba y recogedor (nunca con las manos) y depositarlos en el contenedor para punzocortantes.
r) Los recipientes para transporte de muestras deben ser de material irrompible y contar con cierre hermé-tico (tapón de rosca).
s) Manipular, transportar y enviar las muestras en reci-pientes seguros, con tapa y rotulación adecuada.
t) A su vez, transportar las gradillas en recipientes her-méticos, de plástico o acrílico, que retengan fugas o derrames accidentales. Además, deben ofrecer facili-dad de lavado.
u) Restringir el ingreso a las áreas de alto riesgo bioló-gico a personal no autorizado, a quien no utilice los elementos de protección personal y a los niños.
v) Disponer el material patógeno en bolsas resistentes, de color rojo, que se identifi quen con el símbolo de riesgo biológico.
w) Las personas sometidas a tratamiento con
inmuno-depresores no deben trabajar en áreas de riesgo bio-lógico.
Medidas generales de protección
a) Lavarse las manos con frecuencia y al quitarse los guantes.
b) Usar guantes cuando se manejen líquidos biológicos.
das, según las normas ofi ciales mexicanas 017-STPS-2008 (equipo de protección personal) y NOM-087-ECOL-SSA1-2002 [manejo de residuos peligrosos biológico-infecciosos (RPBI]).
Equipo de protección
a) Bata. Que sea de manga larga y algodón; mantenerla
cerrada para protegerse de salpicaduras.
b) Guantes. Usarlos durante la práctica; deben ajustarse
bien. En caso de que se rompan, reemplazarlos con unos nuevos.
c) Cubrebocas. Utilizarlo en áreas donde se produzcan
salpicaduras o aerosoles.
d) Lentes de seguridad. Usarlos en áreas donde se
pro-duzcan salpicaduras o aerosoles.
Limpieza del área
y el material de trabajo
a) El área y el material de trabajo deben mantenerse limpios y libres de contaminantes.
b) El material de desecho debe colocarse en los conte-nedores especiales.
c) En caso de derrames de líquidos biológicos, debe ab-sorberse el derrame con toallas de papel y desecharse en el contenedor adecuado.
d) Desinfectar el sitio del derrame con una solución de hipoclorito de sodio a 5% en dilución 1:10; dejar 30 minutos, absorber con toallas de papel y lavar con agua para quitar el olor.
Obtención y manejo
de muestras biológicas
Introducción
En las prácticas del laboratorio de bioquímica se realizan algunas pruebas analíticas en muestras de sangre, orina, o ambas. Estas pruebas se realizan con el fi n de desarrollar habilidades formativas y aplicar los conocimientos teóri-cos en el laboratorio.
Es importante saber cómo obtener y manejar las muestras biológicas para llegar a resultados confi ables, además de conocer las medidas de seguridad que deben poner en práctica las personas que obtienen las muestras y de las que se obtienen éstas.
También es importante conocer el aspecto ético en la toma de una muestra biológica.
Aspectos éticos
Debe informarse a la persona que se planea obtener una muestra, el tipo de ésta, las pruebas que se realizan con ellas, y los resultados esperados y obtenidos.
d) No tocar las áreas sin contaminación con guantes
contaminados.
e) Utilizar el pipetor para aspirar sustancias corrosivas a través de la pipeta.
f) Ingresar sin maquillaje al laboratorio.
g) Es riesgoso consumir alimentos o masticar chicle en las áreas de trabajo.
h) No fumar en las áreas de trabajo.
i) No tapar de nuevo las agujas.
j) Depositar los objetos punzocortantes en los contene-dores adecuados.
Lavado de manos
El lavado de manos es el método más efi caz para prevenir y evitar infecciones. Debe realizarse:
a) Cuando exista contaminación de sangre o líquidos
corporales.
b) Después de completar la práctica y antes de abando-nar el área de trabajo.
c) Cuando se hayan quitado los guantes.
d) Antes de comer, beber, aplicarse maquillaje, cambiar-se lentes de contacto.
e) Antes y después de ir al baño.
Método del lavado de manos
a) Abrir la llave del agua.
b) Usar una cantidad generosa de jabón no abrasivo.
c) Tallar bien todas las superfi cies de las manos, cuando menos durante 10 segundos.
d) Limpiar bien abajo y alrededor de las uñas.
e) Enjuagar con las manos hacia abajo.
f) Evitar las salpicaduras.
g) Secarse bien con toallas de papel.
h) Cerrar la llave utilizando una toalla de papel.
i) Tirar la toalla en un cesto con bolsa negra.
j) Utilizar una crema para evitar resequedad o irritación.
Medidas de seguridad para
el manejo de muestras biológicas
Introducción
Las medidas de seguridad son muy importantes para la persona que toma muestras biológicas, porque su manejo conlleva el riesgo de transmisión de una gran cantidad de infecciones, como hepatitis y VIH, por mencionar algu-nas. Por este motivo, se debe considerar que todo paciente al que se le tome una muestra biológica puede estar infec-tado. Las normas deben aplicarse para todos los pacien-tes, sin importar el diagnóstico.
Las medidas que se tomen deben permitir que el personal trabaje en un entorno físico seguro, y que éste conozca los riesgos y las medidas de protección
adecua-Práctica 1. Normas de bioseguridad y manejo de muestras biológicas, material, equipo y procedimientos 9
vez que el alcohol se ha evaporado, se introduce una aguja afi lada, adaptada a una jeringa de tamaño adecuado y estéril; enseguida se tira del émbolo de la jeringa para que la sangre penetre en ésta. En cuanto se ha obtenido una cantidad sufi ciente, se libera la presión ejercida sobre el brazo y se extrae la aguja.
Se aplica una torunda de algodón estéril en el sitio de la punción y se ejerce presión fi rme durante medio mi-nuto para evitar escurrimiento de la sangre en los tejidos circunvecinos. Debe quitarse la aguja de la jeringa antes de distribuir la sangre en los tubos de ensayo (fi gura 1-1).
Anticoagulantes
Si se necesita suero, puede verterse la sangre en el interior de un tubo de ensayo esterilizado. Si se necesita sangre total o plasma, debe emplearse algún anticoagulante; el más común para la mayor parte de exámenes es el EDTA (ácido etilen-diamino-tetra-acético). El citrato de sodio a 3.8% también es un anticoagulante.
La heparina es un anticoagulante antitrombocítico que se usa en pruebas en que no se desea la eliminación de iones calcio.
Es importante obtener el consentimiento de esta persona. El tipo de consentimiento puede ser verbal o escrito, de acuerdo con los objetivos. En caso de que se pretenda conocer el estado de salud, puede ser verbal. Si es con fi nes de investigación, el consentimiento debe exponerse por escrito, indicando el procedimiento y las repercusiones que puede tener para su persona (sobre todo si es una muestra para análisis del DNA o identifi -cación de VIH), y la hoja de aceptación debe tener fi rma de consentimiento.
Toma de sangre
Composición de la sangre
El corazón y los vasos sanguíneos de un adulto contienen casi 5 litros de sangre. Ésta se compone de células suspen-didas en un líquido llamado plasma. El color de la sangre
se debe a los eritrocitos (glóbulos rojos), que contienen el pigmento hemo; también hay leucocitos (glóbulos blan-cos) y trombocitos (plaquetas).
Suero y plasma
Cuando se extrae sangre y se deja reposar en un recipiente de vidrio por algunos minutos, ésta se coagula, debido a la precipitación de una proteína plasmática a la que se le denomina fi brinógeno, que forma hebras de fi brina
insoluble. Las células sanguíneas quedan atrapadas en una red de fi brina que poco a poco se contrae y libera un líquido llamado suero. Éste no contiene fi brinógeno
ni algunos factores de la coagulación, porque se han con-sumido durante la formación del coágulo. El plasma, a diferencia del suero, sí contiene factores de coagulación; es posible obtener plasma, si el tubo donde se recolecta la sangre tiene un anticoagulante.
Obtención de sangre
Cuando se requiere una cantidad pequeña de sangre, pue-de obtenerse puncionando la piel pue-del pue-dedo o el lóbulo pue-de la oreja con un instrumento cortante (lanceta). En lactan-tes, se puede obtener del talón. En primer lugar, se limpia la piel con alcohol (etanol a 95% v/v) y se deja secar. Se inserta una lanceta o aguja estéril en la piel, a 1 o 2 mm de profundidad. La primera gota de sangre que sale de la herida se limpia con torunda de algodón. Las gotas siguientes se recogen con un portaobjetos para frotis, con una pipeta o con algún otro recipiente para pruebas. Debe obtenerse una cantidad de sangre mayor de 0.5 ml por venopunción. Por lo general, se prefi ere sangre veno-sa para la mayor parte de exámenes, y es recomendable obtener una mayor cantidad, en caso de que se necesite repetir la prueba. Es común que se emplee una vena del brazo: se aplica un torniquete para bloquear la circula-ción venosa, se selecciona alguna vena adecuada por su calibre y prominencia y se limpia la piel con alcohol. Una
Figura 1-1. Técnica para la extracción de sangre de vena periférica. A, colocación del torniquete. B, antisepsia previa a la venopunción. C, venopunción y adaptador vacutainer. D, extracción de la sangre con tubo vacutainer. E, retiro de la aguja. F, depósito de la muestra de sangre en tubos con an-ticoagulantes. A C E B D F
para cultivos deben obtenerse por sondeo o aspiración suprapúbica con aguja.
Medidas a seguir en caso
de exposición a líquidos biológicos
Cuando haya exposición a líquidos biológicos (punciones con aguja contaminada, salpicadura de mucosas, etc.) se debe avisar al profesor, al técnico responsable del grupo, o a ambos.
a) Lavar el área afectada con agua abundante.
b) Realizar los siguientes exámenes, tanto a la muestra contaminada como a la persona afectada:
• Antígenos de superfi cie contra virus de la hepatitis B.
• Anticuerpos contra VIH.
• Anticuerpos contra virus de la hepatitis C.
Material, equipo
y procedimientos
Introducción
La aplicación de algunos de los conocimientos teóricos obtenidos en el salón de clases se logra mediante prácti-cas de laboratorio en que se requiere familiaridad con la utilidad y el manejo apropiados del equipo de laborato-rio, como espectrofotómetro, centrífuga, potenciómetro, baños de temperatura constante, placa caliente, agitador magnético, material de vidrio, etc. Asimismo, el estudian-te debe emplear el vocabulario apropiado y los conceptos de uso común en el laboratorio.
En la fi gura 1-2 se muestran algunos de los materiales y equipos más utilizados en el laboratorio.
Objetivo general
Manejar adecuadamente el material y equipo de labora-torio.
Objetivos específi cos
Identifi car los materiales y equipos de uso común en el laboratorio.
Utilizar de manera apropiada algunos de los equipos de laboratorio.
Materiales y equipo
• Vasos de precipitado • Matraz Erlenmeyer
• Matraces aforados de diferentes capacidades • Pipetas graduadas de 1, 5 y 10 ml
• Micropipetas con puntas
Toma de muestra de orina
Varones
Casi siempre, resulta sencillo obtener una muestra de ori-na limpia a mitad de la micción. De manera sistemática, pueden proporcionarse instrucciones por escrito o colo-carse en la pared del laboratorio. El procedimiento debe ser el siguiente:
1. Retracción del prepucio (fuente usual de contamina-ción de la muestra) y aseo del meato con cloruro de benzalconio o hexaclorofeno.
2. Eliminar la primera parte del chorro (15 a 30 ml).
3. Reunir la siguiente porción (de 50 a 100 ml) en un recipiente estéril para muestras, que se debe tapar de inmediato.
4. Vaciar por completo la vejiga en el sanitario. En-seguida se preparará una parte de la muestra para exámenes macroscópico y microscópico; el resto se guarda en un recipiente estéril para cultivos posterio-res, si son necesarios.
Mujeres
Es casi imposible obtener, sin ayuda, una muestra lim-pia, satisfactoria, a mitad de la micción. Si la paciente no está preparada, su orina no resulta útil, a menos que sea por completo normal. El mejor método para reunir una muestra limpia a mitad de la micción en mujeres es el siguiente:
1. Colocar a la paciente en la mesa de exploración, en posición de litotomía.
2. Asear la vulva y el meato uretral con cloruro de ben-zalconio o hexaclorofeno.
3. Separar los labios y pedir a la paciente que inicie la micción en un recipiente que se conserva cerca de la vulva; una vez que se han eliminado los primeros 10 a 20 ml de orina, reunir los siguientes 50 a 100 ml en un recipiente estéril, que se tapa de inmediato.
4. A continuación, permitir que la paciente vacíe por completo la vejiga.
Como esta técnica exige gran esfuerzo, es aceptable pedir a la paciente que obtenga en el sanitario una mues-tra inicial en un recipiente no estéril. Si los resultados del análisis general son normales, no está indicado hacer más estudios; en caso contrario, hay que obtener una muestra de orina con una técnica más exacta.
Niños
Obtener muestras satisfactorias de orina en niños peque-ños puede representar un desafío. La orina para otros análisis, como cultivos bacterianos, puede obtenerse de niños y niñas al cubrir el meato uretral aseado con una bolsa de plástico; por lo general, las muestras de orina
Práctica 1. Normas de bioseguridad y manejo de muestras biológicas, material, equipo y procedimientos 11
presenta la velocidad por unidad de aceleración angular, se le denomina coefi ciente de sedimentación y se le
simbo-liza con s. Su dimensión es (cm · s−2)(cm · s−2) ≡ s. Una unidad conveniente para s es el Svedberg,
llama-da así en honor de T. Svedberg, quien fue el precursor en las investigaciones sobre sedimentación de partículas por ultracentrifugación. Un Svedberg se defi ne como 10–13s.
La velocidad y el tiempo con el que se somete una muestra a centrifugación para separar sus componentes depende de la distancia que recorren las partículas, ade-más de la viscosidad del medio. Esta distancia se relacio-na con la forma y el tamaño del rotor; por ello, en las cen-trífugas suelen seleccionarse las revoluciones por minuto (rpm). Debido a que la aceleración angular es diferente a la lineal, se debe realizar la conversión de una forma a la otra de acuerdo con la siguiente ecuación:
Vs= ω2 · ref · s
Vs= velocidad de sedimentación (cm · s−1)
ω = velocidad angular (radianes · s−1)
r = radio efectivo (cm)
s = coefi ciente de sedimentación S (Svedberg = 10−13 s)
S = Mr (1 − V · ρ) f
Mr= masa molecular relativa
V = volumen específi co parcial de la partícula
(cm3 × g–1)
ρ = densidad de la solución (g × cm–3)
f = coefi ciente friccional
• Probetas • Buretas • Embudos
• Tubos de ensayo 13 × 100 • Gradillas
• Pinzas para tubos • Balanza granataria • Plato caliente • Agitador magnético • Vórtex • Espectrofotómetro • Báscula de bioimpedancia • Centrífuga
Centrifugación
La centrifugación es un método empleado para separar partículas con base en la velocidad de sedimentación de cada una de ellas, como resultado de la fuerza centrífuga a la que se les somete.
Fundamento
Una esfera de masa m y de volumen específi co V, que
cae a través de un medio viscoso de densidad ρ, bajo la infl uencia de un campo gravitacional, alcanza una velo-cidad terminal νt. En analogía a la caída libre de una es-fera en un campo gravitacional, una molécula (de masa
m y volumen específi co parcial V) que sedimenta a través
de un medio viscoso en un campo sometido a la fuerza centrífuga, alcanza también una velocidad νt. De aquí se deduce que la aceleración centrífuga ω2x reemplaza la
aceleración gravitacional g. Al cociente de νtω2x, que Figura 1-2. Materiales y equipo de
uso frecuente en el laboratorio de bio-química. A, tubos de ensayo de dife-rentes capacidades y gradilla. B, ma-traz aforado. C, mama-traz Erlenmeyer. D, probetas de diferente volumen. E, pla-ca pla-caliente. F, agitador eléctrico (vór-tex). A D B E C F
Espectrofotometría
La base de la colorimetría y la espectrofotometría es que muchas sustancias tienen color propio, o pueden dar lu-gar a productos fi nales de color en ciertas reacciones quí-micas. Hay una relación entre la intensidad del color y la concentración del producto. Es preciso conocer las leyes físicas en que se basan los instrumentos de medición.
Espectrofotómetro
Se trata de un aparato que sirve para medir la intensidad de la luz absorbida por una solución en un estrecho inter-valo de longitudes de onda del espectro UV visible. Cuan-ta mayor intensidad de color de una solución, mayor es la absorción de la luz; por tanto, esa absorción puede utilizarse como medida directa de la intensidad de color. La relación entre la concentración de una sustancia y la absorción se basa en la ley de Beer-Lambert, que enuncia que la concentración de una sustancia es directamente proporcional a la cantidad de luz absorbida e inversa-mente proporcional al logaritmo de la luz transmitida (cuadro 1-1).
Un espectrofotómetro es un dispositivo que posee una fuente de radiación que se puede dirigir hacia una muestra. Se espera que ésta absorba parte de la radiación, que se detecta enseguida mediante un circuito que produ-ce una señal reproducible.
Centrífuga
El equipo empleado para realizar la centrifugación es la
centrífuga. Está compuesta por un motor eléctrico unido
a un dispositivo que gira a gran velocidad alrededor de un eje vertical, el rotor o corona; provoca el aumento de
atracción gravitacional en el fondo del tubo que contiene la muestra. El resultado de toda centrifugación es la sepa-ración de dos fases: una insoluble, el residuo o precipitado,
y una líquida, el sobrenadante.
El uso adecuado de la centrífuga requiere el segui-miento de estas acciones:
1. En la centrífuga, los tubos deben colocarse por pares, uno frente al otro, de acuerdo con su peso.
2. Aumentar la velocidad poco a poco, hasta que se al-cance la velocidad requerida, para no forzar el motor.
3. Permitir que el rotor de la centrífuga se detenga por su propia inercia, sin tratar de detenerlo con las ma-nos.
4. Levantar la tapa de la centrífuga hasta que el rotor quede inmóvil por completo.
5. En caso de ruptura de un tubo dentro de la centrí-fuga, debe hacerse un aseo completo de inmediato, empleando desinfectantes como cloro y benzal. De-bido a la enorme fuerza que puede alcanzar el rotor, el mal uso de la centrífuga representa un peligro, si no se utiliza de manera apropiada. En la fi gura 1-3 se muestra una centrífuga clínica.
Cuadro 1-1. Características del espectro UV y la luz visible. Color de la luz Nombre de la longitud de onda Muestra absorbida Región espectral absorbida en nm
Verde azuloso Rojo Visible 620 a 700 Azul verdoso Anaranjado Visible 600 a 620 Azul Amarillo Visible 575 a 600 Violeta Verde
amarillento
Visible 555 a 575
Púrpura Verde Visible 505 a 555
Rojo Verde azuloso Visible 495 a 505 Anaranjado Azul verdoso Visible 475 a 495
Amarillo Azul Visible 430 a 475 Verde
amarillento
Violeta Visible 380 a 430
— No visible UV 220 a 380 — No visible UV lejana 180 a 220
Figura 1-3. A, centrífuga analítica desde su aspecto exter-no. B, rotor y sitios de inserción de los tubos (la fl echa indica la forma correcta de colocar los pares de tubos).
A
Práctica 1. Normas de bioseguridad y manejo de muestras biológicas, material, equipo y procedimientos 13
mala conductividad del medio se le denomina resistencia
(R); el componente que se debe a la acción de los
conden-sadores recibe el nombre de reactancia capacitiva (Xc); en
adelante aquí se le denomina tan sólo reactancia.
La ecuación que las relaciona es: (Z)2= (R)2+ (Xc)2
La bioimpedancia representa la oposición de un
me-dio biológico al paso de una corriente alterna, y también cuenta con los componentes de resistencia y reactancia ya expuestos. La resistencia está condicionada por la resistividad de los diferentes tejidos a la conducción de la corriente eléctrica: los tejidos graso y óseo son malos conductores y la corriente circula mejor por los fl uidos intra y extracelulares, que son soluciones electrolíticas. La reactancia se debe al efecto aislante de las membranas celulares, que se comportan como condensadores que se cargan y descargan al paso de la corriente. En la fi gura 1-5 se muestra una báscula de bioimpedancia.
Actividades de aprendizaje
1. Leer completas las 017-STPS-2008 y
NOM-087-ECOL-SSA1-2002.
2. Investigar cuál es el símbolo de RPBI.
3. Investigar cuáles son las partes de una centrífuga.
4. Investigar la clasifi cación de los materiales de vidrio utilizados en el laboratorio de bioquímica.
Los componentes de un espectrofotómetro son los siguientes:
1. Fuente de luz.
2. Filtro.
3. Cubeta con la muestra.
4. Célula fotoeléctrica.
5. Amplifi cador y medidor.
La fuente de luz aplica una gran intensidad sobre una superfi cie limitada. Algunas muestras deben mane-jarse con luz ultravioleta o infrarroja; para ello, se utilizan lámparas con características especiales.
El fi ltro es un dispositivo que tiene la función de
per-mitir el paso de luz de una longitud de onda específi ca. No debe absorber cantidades apreciables de la luz en una longitud de onda determinada, que debe ser de un color complementario al de la muestra.
Las cubetas o celdas analíticas suelen ser tubos
re-dondos o rectangulares de espesor constante, de diversos materiales, como vidrio, cuarzo o plástico.
Una muestra puede presentar una absorbancia de cero: no absorbe la radiación incidente y, por tanto, trans-mite 100% de esa radiación. La situación opuesta se tie-ne con un cuerpo opaco a un intervalo determinado del espectro electromagnético; en este caso, la transmisión es nula y la absorción es completa.
La determinación cuantitativa de una sustancia de-pende de la relación entre la cantidad de radiación ab-sorbida por la muestra problema y la absorbancia de una sustancia de referencia, con una concentración conocida.
Los espectrofotómetros permiten efectuar la com-paración entre la señal obtenida por una mezcla que no contiene la sustancia en estudio y otra que sí la tiene, para obtener la señal de esa diferencia. En la fi gura 1-4 se muestra un espectrofotómetro de luz visible.
Bioimpedanciometría
Fundamento
Sin entrar en los detalles físicos y matemáticos, que están más allá del alcance de esta obra, la ley fundamental de la electricidad que relaciona la impedancia con la inten-sidad y el voltaje es la ley de Ohm: impedancia = voltaje/ intensi dad. Cuando la corriente eléctrica alterna circula por un medio, la impedancia depende en parte de la fa-cilidad de éste para conducir la corriente, y es proporcio-nal a la resistividad o mala conductividad del medio. Si, además, el circuito eléctrico contiene condensadores (sis-temas de placas separadas por un medio aislante, donde se acumula una carga eléctrica que se libera cuando el siste-ma se satura), la impedancia también depende del núme-ro de condensadores que tenga que atravesar la corriente y de la facilidad de carga y descarga de éstos (capacidad).
Al componente de la impedancia (Z) que se debe a la
Figura 1-4. A, espectrofotómetro de luz visible. B, botón selector de longitud de onda del espectrofotómetro.
A
Conclusiones
Bibliografía
William RD. Exámenes urológicos de laboratorio. En: Tanagho EA, McAninch JW. Urología general de Smith, 10a ed.
Edito-rial El Manual Moderno, 1993:51-63.
WoodLiff HJ, Herrmann RP. Hematología clínica, 1a ed.
Edi-torial El Manual Moderno, 1981.
5. Investigar qué otros métodos se utilizan para cuanti-fi car el porcentaje y la distribución de grasa corporal.
6. Investigar el espectro completo de la luz (ultravioleta, visible e infrarroja).
7. Investigar los daños que genera la exposición a luz ultravioleta.
8. Investigar si la luz ultravioleta se utiliza para el trata-miento de algunas enfermedades.
Discusión
Figura 1-5. Báscula de bioimpedancia. Se utiliza para ob-tener el porcentaje de grasa corporal.
• Mercedes Romero Gómez • María de Lourdes Isaac Virgen • Luis Huacuja Ruiz
• Irma Ramos Rodríguez • Sergio Sánchez Enríquez
Agua y soluciones
2
Práctica
Introducción
Agua
Las propiedades fi sicoquímicas del agua dependen de su carácter bipolar y de su capacidad para formar puentes de hidrógeno, lo que le confi ere propiedades únicas.
Soluciones homogéneas
Una solución es una mezcla con aspecto homogéneo, for-mada por uno o más solutos y un solvente; cualesquiera de ellos puede estar en alguno de los tres estados de la materia.
El soluto es la sustancia que se disuelve o dispersa
por vía molecular en otra, y el solvente es el compuesto
más abundante.
En una solución, el soluto y el solvente pueden en-contrarse como moléculas o como iones. Por ejemplo, cuando la sacarosa (azúcar común) se disuelve en agua, la molécula se incorpora por completo en la solución (no
disociada); por el contrario, cuando el cloruro de sodio (sal de mesa) se disuelve en agua, se disocia en iones so-dio y cloro. En cualquier caso, las moléculas o iones es-tán rodeadas por moléculas de agua (hidratadas), que las mantienen separadas entre sí, como se representa en la
fi gura 2-1.
Las propiedades del soluto y el solvente, como la po-laridad y el carácter iónico, afectan la solubilidad.
Los factores que afectan la velocidad de disolución son: 1. Tamaño de la partícula. 2. Cantidad de soluto. 3. Agitación. 4. Temperatura. 5. pH.
A la relación entre las cantidades de soluto y solvente se le denomina concentración. Una solución puede ser no
saturada, saturada o supersaturada, de acuerdo con la capacidad del solvente para solvatar al soluto.
H
12 22 11 C O O H H O H H O H H O H H O H H O H H BNa
+C1
– O H H O H H O H H O H H O H H O H H O H H O H H O H H AFigura 2-1. Representación de la capacidad de solvatación del agua (hidratación). A, molécula de cloruro de sodio disociada en iones sodio y cloro hidratados. B, hidratación de una molécula de carbohidratos.
40 g
= x
1 M 0.2 M
x = 8 g
Por tanto, se necesitan 8 g de NaOH para prepa-rar 1 litro de solución; sin embargo, el volumen que se desea obtener es de 300 ml, de modo que se aplica una segunda regla de tres para corregir el volumen:
8 g
= x
1 L 0.3 L
x = 2.4 g
Con esto se sabe la cantidad de gramos necesa-rios para preparar la solución solicitada.
Otra opción consiste en utilizar el análisis bidi-mensional modifi cado, utilizando la siguiente ecua-ción:
g = PM × M × V
g = gramos de soluto
PM = peso molecular del soluto, en gramos
M = molaridad
V = volumen, en litros.
Al sustituir los valores conocidos, se obtiene: g = 40 × 0.2 × 0.3
g = 8
Con esto se obtiene un resultado igual que con el procedimiento anterior.
Un caso diferente resulta si el soluto que se va a utilizar es líquido y, en especial, un ácido que nunca tiene 100% de pureza. Para esto, puede utilizarse cua-lesquiera de los procedimiento realizados, pero debe agregarse la fórmula de densidad para corregir de gramos a mililitros y una regla de tres adicional para corregir la pureza. Otra opción consiste en utilizar el análisis bidimensional, modifi cando la ecuación de la siguiente manera:
Existen varias formas de expresar la concentración de una solución; las de uso más frecuente son porcentual, molar y normal. A continuación se describe la forma de
calcular cada una de ellas:
1. Porcentual (%). Representa la proporción del soluto
que se encuentra en una solución utilizando la base 100 expresada en gramos o en mililitros. Existen cua-tro diferentes formas para referirse a la concentra-ción porcentual:
• Porcentaje en peso (% pp). Cantidad de g de solu-to en 100 g de solución.
• Porcentaje en volumen (% vv). Número de milili-tros de soluto en 100 ml de solución.
• Porcentaje en peso-volumen (% pv). Cantidad de gramos de soluto en 100 ml de solución.
• Porcentaje en moles (% mol). Número de moles de soluto disueltos en 100 ml de solución.
En ciencias de la salud, las más utilizadas son las soluciones porcentuales pv (p. ej., ¿cuántos gramos de NaCl se requieren para preparar 250 ml de solu-ción salina a 1%?).
La resolución de este problema es sencilla, si se parte de la base de que por cada 100 ml de solución se requiere 1 g de NaCl (1%), de acuerdo con el plan-teamiento de la siguiente regla de tres:
1 g
= x
100 ml 250 ml
x = 2.5 g
2. Molar (M). Cantidad de moles de soluto en un litro
de solución.
M = Moles de soluto Litro de solución
Mol se defi ne como el peso molecular de una
sustancia expresado en gramos. En el ámbito expe-rimental, este número es igual a 6.022 × 1023
molé-culas (número de Avogadro). La masa molecular o
peso molecular (PM) de una sustancia es la suma de
los pesos atómicos de cada uno de sus componentes; por ejemplo, el PM del ácido sulfúrico (H2SO4) es de 98 gmol, como se describe en el cuadro 2-1.
Para preparar soluciones molares se tiene que ha-cer el cálculo matemático, que es diferente si el soluto es un sólido o un líquido. En el primer caso, como cuando se usa NaOH o NaCl, la pureza es casi de 100% y no se tiene que convertir de gramos a mililitros con la fórmula de la densidad (ρ = mv). Por tanto, para saber, por ejemplo, cuántos gramos de NaOH se requieren para preparar 300 ml de una solu ción de esta sustancia a 0.2 M, si el peso molecular del NaOH es 40 g, se utiliza, en primer lugar, una regla de tres, para corregir la molaridad (de 1 M a 0.2 M):
Cuadro 2-1. Procedimiento para calcular el peso molecular.
Átomo Peso atómico (PA) Número de átomos en la
molécula (NAM) PA × NAM
Hidrógeno (H) 1 2 2 Azufre (S) 32 1 32 Oxígeno (O) 16 4 64 Peso molecu-lar (PM) 98
Práctica 2. Agua y soluciones 17
PM × M × V
ml =
ρ × Proporción de pureza
Por ejemplo, si se quiere saber cuántos mililitros de la solución stock de H3PO4,con densidad de 1.71 gml y pureza del 85%,hay que extraer para preparar 400 ml de solución de H3PO4 al 0.3 M, se sigue este procedimiento:
ml = 98 × 0.3 × 0.4 1.71 × 0.85 ml = 8.11
Nota: cuando se prepara una solución de ácido,
nunca se debe poner primero el ácido y luego el agua, porque se produce una reacción exotérmica que pue-de proyectar el ácido y quemar. Vale la pena recordar el aforismo “Nunca le des de beber a un ácido”.
Para preparar de manera correcta esta solución se coloca primero un poco de agua, después se depo-sita el ácido, que debe descender por las paredes del matraz, y luego se vierte agua, una vez más, hasta alcanzar el volumen deseado.
3. Normal (N). Cantidad de equivalentes químicos de
soluto en un litro de solución:
N = Equivalente químico del soluto Litro de solución
El equivalente químico (eq) se defi ne como la
capacidad de reacción de un átomo, ion o molécula. Por ejemplo, al colocar H2SO4 en solución acuosa, la molécula se disocia en dos hidrogeniones (H+) y un ion sulfato (SO42−) como se muestra en la siguiente reacción:
H2SO4 g H++ H++ SO42−
En este ejemplo, el equivalente químico en gra-mos se obtiene al dividir el peso molecular del áci-do entre el número de hidrogeniones sustituibles (2), como se muestra en la siguiente ecuación:
PM (98 g ∙ mol)
Eq gramo =
Hidrogeniones sustituibles (2)
Eq gramo = 49 g de H2SO4
Debido a que el H2SO4 se encuentra en estado líquido, es necesario convertir los gramos del mismo a unidades de volumen (ml). Para este fi n se usa la fórmula de la densidad:
ρ = m
v
ρ = densidad
m = masa en gramos
que se despeja de la siguiente manera:
v =mρ
Al sustituir por sus valores, se debe considerar que la densidad del H2SO4 es de 1.88 gml.
49 g
V =
1.88 gml
Volumen = 26.06 ml
Este volumen sería el correcto si el ácido estu-viera a 100% de pureza, pero como se encuentra a 98%, se debe hacer la corrección utilizando una regla de tres:
26.06 ml
= x
98% 100%
x = 26.6 ml
Este volumen sería adecuado para preparar una solución a 1 N; si se solicitara una a 0.1 N, habría que corregir con una regla de tres, de la siguiente manera:
26.6 ml
= x
1N 0.1 N
x = 2.66 ml
Estos 2.66 ml serían correctos si se necesita un litro; sin embargo, si se solicitan 500 ml, habría que realizar una última regla de tres:
2.66 ml
= x
1 L 0.5 L
x = 1.33 ml
Otra opción consiste en realizar un análisis bi-dimensional modifi cado, que integre todas estas va-riables en una sola ecuación. Si se continúa con el mismo caso (preparar 0.5 l de una solución de H2SO4 a 0.1 N, para una pureza de 98%, con densidad de 1.88 gml, y considerando el equivalente químico de H2SO4 = 49 g), se utiliza la siguiente ecuación:
Eq × N × V v =
ρ × Proporción de pureza
donde V es el volumen en litros. Al sustituir las
varia-bles por su valor, se obtiene:
v = 49 g × 0.1 N × 0.5 L
1.88 gml × 0.98
v = 1.33 ml
Como puede observarse, se obtiene el mismo resultado con cualquiera de los dos procedimientos. Por ello, el estudiante tiene la libertad de utilizar el que más domine.
traer del stock para preparar la nueva solución, más di-luida?
Al sustituir las variables de la ecuación anterior con sus valores, se tiene:
V1=
0.5 L × 0.5 N 2 N
V1= 0.125 L = 125 ml
Por tanto, se deben medir 125 ml de la solución 2 N de H2SO4, depositarla en un matraz volumétrico de 500 ml y completar en volumen a la marca de aforo.
Objetivo general
Realizar cálculos para la preparación de soluciones por-centuales, molares y normales. Realizar una curva de una solución de fenolftaleína utilizando el espectrofo-tómetro.
Materiales y equipo
• Matraz aforado de 100 ml • Tubos de ensayo de 13 × 100 • Gradilla para tubos
• Pipetas serológicas de 1, 5 y 10 ml • Probeta de 100 ml • Vasos de precipitado de 250 ml • Espectrofotómetro Soluciones y reactivos • Agua destilada • Solución de fenolftaleína a 0.5% • Solución de etanol a 50%
Desarrollo experimental
Experimento 1
Manejo de concentraciones
por espectrofotometría
FundamentoLa fenolftaleína con PM de 318.33, en solución
alcohóli-ca a 50% y pH de 11.5, se ioniza y produce color violeta (véase la fi gura 2-2).
Procedimiento
A partir de una solución almacenada (A) de fenolftaleína
a 0.5%, hacer las siguientes diluciones:
1. Tomar una alícuota de 1 ml y aforar a 100 ml, con la solución de alcohol a 50% y pH de 11.5 (B), etiquetar seis tubos de ensayo de 13 × 100 (cuadro 2-2).
2. Leer el espectrofotómetro a una longitud de onda de 530 nm, ajustando a cero con el blanco. Al grafi car
Propiedades de las soluciones
Las propiedades físicas de las soluciones se dividen en tres categorías: constitutivas, aditivas y coligativas.
Propiedades constitutivas. Son las que dependen de manera exclusiva de la naturaleza de las moléculas que la forman. Son propiedades constitutivas los caracteres áci-do, básico, oxidante, reductor, radiactivo, dulce, insípiáci-do, colorido, etcétera.
Propiedades aditivas. Son las que dependen de la suma de las propiedades correspondientes a los constitu-yentes de la solución. La única propiedad rigurosamente aditiva es el peso molecular.
Propiedades coligativas. Son las que dependen del nú-mero de moléculas por unidad de volumen (la concentra-ción del soluto). Algunos ejemplos son: punto de fusión, punto de ebullición, presión de vapor, presión osmótica y presión oncótica. Estas propiedades tienen un papel rele-vante en las soluciones biológicas.
Diluciones
En el laboratorio, a menudo es necesario preparar solu-ciones de trabajo diluidas a partir de reactivos u otras concentradas. A una misma cantidad de soluto y diferen-tes cantidades de solvente, la concentración de la solución es diferente.
Cuando la concentración se expresa sobre una escala volumétrica, la cantidad de soluto presente en un volu-men de solución es igual al producto de la concentración por el volumen:
Cantidad de soluto = Volumen × Concentración
Al diluir una solución, aumenta el volumen y se re-duce la concentración, si se tiene la misma cantidad de soluto. La relación que existe cuando se preparan dos so-luciones con diferente concentración, utilizando la misma cantidad de soluto, es:
V1× C1= V2× C2
V1 = volumen inicial
V2 = volumen fi nal
C1 = concentración inicial
C2 = concentración fi nal
Si se conocen tres valores entre la solución conoci-da y la que se desea preparar se puede calcular el cuarto parámetro, respetando las mismas unidades para el volu-men (ml, L, etc.) y para la concentración (molar, normal).
Al sustituir en la ecuación anterior, se tiene:
V1=
V2× C2
C1
Por ejemplo, si se desea preparar 500 ml de una so-lución de H2SO4 a 0.5 N, a partir de una solución stock que se encuentra a 2 N, ¿qué volumen se necesita
