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UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERU FACULTAD DE AGRONOMIA
TESIS
Presentada por la Bachiller:
POCOMUCHA CHANCASANAMPA KENNIA JHELEN Para Optar el Título de
INGENIERO AGRONOMO
EL MANTARO – PERU 2020
APLICACIÓN DE BIOCHAR EN EL CULTIVO DE LECHUGA VAR. GREAT LAKES 659 EN EL DISTRITO
SAN AGUSTIN DE CAJAS
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ASESOR
Dr. RUBEN MUNIVE CERRON
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A Dios, por iluminarme y mostrarme el camino correcto.
A mis padres, Saúl y Marina, quiénes con su ejemplo me impulsaron a ser cada día mejor.
A mis hermanas Anyeli, Sandy y Mirella, por su apoyo incondicional en el proceso de mi formación académica.
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AGRADECIMIENTOS
Como muestra de cariño y agradecimiento, porque gracias a sus consejos y apoyo incondicional pude escalar un peldaño más en mi vida profesional, agradezco:
A mis padres, por todo el apoyo brindado y el esfuerzo que hicieron durante mi formación académica.
Al Dr. Rubén Munive Cerrón, por su asesoramiento en la presente tesis.
A la empresa BIO ENERGY INGENIEROS, por el apoyo durante la ejecución del experimento.
A la plana docente y administrativa, de la facultad de Agronomía de la “Universidad Nacional del Centro del Perú”, por los conocimientos brindadas durante el proceso de mi formación profesional.
5 Índice general
Pág.
Índice general ... 5
Índice de figuras ... 8
Índice de tablas ... 9
Índice de anexos ... 11
RESUMEN ... 12
I. INTRODUCCION ... 13
II. REVISION DE LITERATURA ... 15
2.1. ANTECEDENTES DE LA INVESTIGACION ... 15
2.2. BASES TEORICAS ... 15
2.2.1. EL SUELO ... 15
2.2.2. PROPIEDADES FISICAS DEL SUELO ... 16
2.2.2.1. Textura del suelo ... 16
a. Clasificación de las partículas del suelo ... 17
b. Clases texturales ... 17
c. Análisis textural... 17
d. Triangulo textural ... 18
2.2.2.2. Densidad del suelo ... 18
a. Densidad de partícula: ... 18
b. Densidad aparente (Dap): ... 19
c. El espacio poroso ... 19
2.2.2.3. Color del suelo ... 20
a. Descripción del color del suelo ... 20
2.2.3. MATERIA ORGANICA ... 21
2.2.3.1. Composición de residuos vegetales ... 22
2.2.3.2. Proceso de descomposición ... 22
2.2.3.3. Factores que determinan el contenido de materia orgánica ... 24
2.2.3.4. Funciones de la materia orgánica ... 24
2.2.4. PROPIEDADES QUIMICAS ... 25
2.2.4.1. Fertilidad del Suelo ... 25
a. Nutrientes de la planta ... 25
b. Coloides del suelo y retención de iones ... 25
2.2.4.2. Capacidad de Intercambio Catiónico ... 26
a. El porcentaje de saturación de bases ... 27
6
2.2.4.3. FOSFORO DEL SUELO ... 27
a. Fuentes y cantidades de Fosforo en el suelo ... 27
b. Factores que afectan la disponibilidad del fosforo ... 28
c. Determinación de Fosforo ... 28
2.2.4.4. CONDUCTIVIDAD ELECTRICA (salinidad). ... 30
2.2.4.5. pH DEL SUELO ... 31
a. Factores que afectan el pH ... 31
b. Como se mide el pH ... 32
2.2.5. BIOCHAR ... 32
2.2.5.1. Definición ... 32
2.2.5.2. Proceso de obtención ... 33
a. Materia prima: ... 33
b. Pirolisis: ... 33
2.2.5.3. Propiedades físicas y químicas del biochar ... 34
2.2.6. GENERALIDADES DEL CULTIVO DE LECHUGA ... 36
2.2.6.1. Origen ... 36
2.2.6.2. Clasificación taxonómica ... 36
2.2.6.3. Morfología ... 37
2.2.6.4. Condiciones agroclimáticas ... 37
a. Clima ... 37
b. Suelo ... 37
c. Agua ... 38
2.2.6.5. Labores culturales ... 38
a. Siembra ... 38
b. Preparación de terreno y trasplante ... 38
c. Mantenimiento del cultivo ... 39
d. Riego ... 39
e. Cosecha ... 39
f. Almacenamiento... 40
III. MATERIALES Y METODOS ... 41
3.1. LUGAR DE EJECUCIÓN ... 41
3.1.1. Ubicación política ... 41
3.1.2. Ubicación geográfica ... 41
3.2. ANÁLISIS DE SUELO ... 41
3.3. TIPO DE INVESTIGACIÓN ... 43
7
3.4. METODOLOGIA ... 43
3.4.1. Métodos de la investigación: ... 43
3.4.2. Tratamientos en estudio ... 43
3.4.3. Material genético ... 43
3.4.4. Material no genético ... 44
3.4.5. Diseño Metodológico ... 45
3.4.6. Diseño experimental ... 46
3.5. REGISTRO DE DATOS ... 46
3.5.1. Variables en estudio: ... 46
3.5.2. Evaluación de variables ... 47
3.6. CONDUCCIÓN DEL EXPERIMENTO ... 47
3.6.1. Preparación del Terreno ... 47
3.6.2. Surcado y Marcado del Terreno Experimental ... 47
3.6.3. Trasplante ... 48
3.6.4. Riegos ... 48
3.6.5. Control de Malezas ... 48
3.6.6. Control fitosanitario ... 48
3.6.7. Cosecha ... 49
IV. RESULTADOS Y DISCUSION ... 50
4.1. ALTURA DE PLANTA ... 50
4.2. NUMERO DE HOJAS POR PLANTA ... 55
4.3. PESO DE CABEZUELA A LOS 110 DIAS. ... 60
4.4. ANALISIS DE SUELOS DE LA PARCELA EXPERIMENTAL ... 62
4.4.1. Densidad aparente del suelo ... 62
4.4.2. Porosidad total del suelo ... 64
4.4.3. pH del suelo ... 66
4.4.4. Conductividad Eléctrica (salinidad) del suelo. ... 68
4.4.5. Contenido de materia orgánica (MO) del suelo. ... 70
4.4.6. Contenido de fósforo (P) en el suelo. ... 72
4.4.7. Capacidad de intercambio catiónico del suelo ... 73
4.4.8. Color del suelo ... 75
4.4.9. Textura del suelo ... 76
V. CONCLUSIONES ... 78
VI. RECOMENDACIONES ... 79
VII. REFERENCIA BIBLIOGRAFICA ... 80
VIII. ANEXOS ... 86
8
Índice de figuras
Pág.
Figura 1: Triangulo textural (USDA). ... 18
Figura 2: Tabla Munsell. ... 21
Figura 3: Curva estándar. ... 30
Figura 4: Proceso de obtención del biochar (pirolisis). ... 34
Figura 5: Plántulas de lechuga utilizadas en el trasplante. ... 44
Figura 6: Biochar antes del tamizado e incorporación. ... 44
Figura 7: Croquis experimental. ... 46
Figura 8: Variación de la altura de planta a 20 días. ... 51
Figura 9: Variación de la altura de planta a los 30 días. ... 52
Figura 10: Variación de la altura de planta a los 40 días. ... 54
Figura 11: Tendencia de la altura de planta. ... 54
Figura 12: Variación del número de hojas a los 20 días. ... 56
Figura 13: Variación del número de hojas a los 30 días. ... 58
Figura 14: Variación del número de hojas a los 40 días. ... 59
Figura 15: Tendencia del número de hojas. ... 60
Figura 16: Variación del peso de cabezas. ... 61
Figura 17: Variación de la densidad aparente del suelo (Dap). ... 63
Figura 18: Variación del porcentaje de porosidad total del suelo. ... 65
Figura 19: Variación del pH del suelo. ... 67
Figura 20: Variación de la conductividad eléctrica del suelo. ... 69
Figura 21: Variación del contenido de materia orgánica del suelo. ... 71
Figura 22: Variación del contenido de Fosforo en el suelo... 73
Figura 23: Variación de la Capacidad de intercambio catiónico del suelo (CIC). ... 74
Figura 24: Plántulas utilizadas en el trasplante. ... 93
Figura 25: Surcado del área experimental. ... 93
Figura 26: Deshierbo de la parcela experimental. ... 93
Figura 27: Manejo fitosanitario. ... 94
Figura 28: Muestras de suelos, para análisis. ... 94
Figura 29: Medición del pH del suelo. ... 94
Figura 30: Determinación de la textura del suelo. ... 95
Figura 31: Determinación del contenido de materia orgánica. ... 95
9
Índice de tablas
Pág.
Tabla 1: Densidad de partícula de los minerales del suelo. ... 19
Tabla 2: Cationes comunes en el suelo. ... 26
Tabla 3: Aniones comunes en el suelo. ... 26
Tabla 4: Propiedades químicas del Biochar. ... 35
Tabla 5: Análisis del suelo inicial. Muestra de suelo de Cajas. ... 41
Tabla 6: Dosis de aplicación de biochar ... 43
Tabla 7: Resultados del análisis del biochar (Procedencia Mazamari). ... 44
Tabla 8: Análisis de variancia de la altura de planta a los 20 días. ... 50
Tabla 9: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Altura de planta a los 20 días... 50
Tabla 10: Análisis de variancia de la altura de planta a los 30 días. ... 51
Tabla 11: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Altura de planta a los 30 días. ... 52
Tabla 12: Análisis de variancia de la altura de planta a los 40 días. ... 53
Tabla 13: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Altura de planta a los 40 días... 53
Tabla 14: Análisis de variancia del número de hojas a los 20 días. Datos transformados a √ . ... 55
Tabla 15: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Número de hojas a los 20 días. Datos transformados a √ . ... 56
Tabla 16: Análisis de variancia del número de hojas a los 30 días. Datos transformados a √ . ... 57
Tabla 17: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Número de hojas a los 30 días. Datos transformados a √ . ... 57
Tabla 18: Análisis de variancia del número de hojas a los 40 días. Datos transformados a √ . ... 58
Tabla 19: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Número de hojas a los 40 días. Datos transformados a √ . ... 59
Tabla 20: Análisis de variancia del peso de cabeza a los 110 días... 60
Tabla 21: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Peso de cabeza a los 110 días... 61
Tabla 22: Análisis de variancia de la densidad aparente del suelo. ... 62
Tabla 23: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Densidad aparente del suelo... 63
Tabla 24: Análisis de variancia de la porosidad total del suelo. ... 64
Tabla 25: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Porosidad total del suelo... 64
Tabla 26: Análisis de variancia del pH del suelo. ... 66
Tabla 27: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. pH del suelo. ... 66
Tabla 28: Análisis de variancia de la conductividad eléctrica del suelo. ... 68
Tabla 29: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Conductividad eléctrica del suelo. ... 68
10
Tabla 30: Análisis de variancia del porcentaje de materia orgánica. ... 70
Tabla 31: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Porcentaje de MO. .... 70
Tabla 32: Análisis de variancia del contenido de fósforo en el suelo (ppm). ... 72
Tabla 33: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Contenido de P. ... 72
Tabla 34: Análisis de variancia de la capacidad de intercambio catiónico. ... 73
Tabla 35: Prueba de significación de Tukey para tratamientos. Capacidad de intercambio catiónico. ... 74
Tabla 36: Color del suelo (muestra seca). ... 75
Tabla 37: Color del suelo (muestra seca). ... 75
Tabla 38: Clase textural de los tratamientos... 76
Pág.
11
Índice de anexos
Pág.
Anexo 1: Altura de planta (cm) a los 20 días. ... 86
Anexo 2: Altura de planta (cm) a los 20 días. ... 86
Anexo 3: Altura de planta (cm) a los 40 días. ... 86
Anexo 4: Numero de hojas a los 20 días. ... 86
Anexo 5: Numero de hojas a los 30 días. ... 87
Anexo 6: Numero de hojas a los 40 días. ... 87
Anexo 7: Peso promedio del rendimiento. (g). ... 87
Anexo 8: Promedio de la densidad aparente del suelo (g/cm3) ... 87
Anexo 9: Promedio de la porosidad total del suelo (%)... 88
Anexo 10: Promedio del pH del suelo. ... 88
Anexo 11: Promedio de la conductividad eléctrica del suelo (dS/m). ... 88
Anexo 12: Promedio del contenido de materia orgánica del suelo (%). ... 88
Anexo 13: Promedio del contenido de fosforo en el suelo (ppm)... 89
Anexo 14: Promedio de la capacidad de intercambio catiónico del suelo (cmol/kg). ... 89
Anexo 15: Calificación del Fosforo extractable del suelo. ... 89
Anexo 16: Calificación del pH del suelo. ... 90
Anexo 17: Calificación de la conductividad eléctrica del suelo. ... 90
Anexo 18: Calificación del coeficiente de variabilidad. ... 90
Anexo 19: Análisis físico y químico del biochar utilizado. ... 91
Anexo 20: Análisis físicos y químicos del suelo en estudio. ... 92
12 RESUMEN
El presente trabajo de investigación se realizó en el distrito San Agustín de Cajas, provincia de Huancayo, región Junín, bajo condiciones de campo, en la campaña 2018 - 2019. Teniendo como objetivos: a) Evaluar la influencia de aplicación del biochar en el cultivo de lechuga var. Great Lakes 659, b) Evaluar las propiedades físicas y químicas del suelo después de la aplicación de biochar, c) Determinar la producción del cultivo de lechuga var. Great Lakes 659. Los tratamientos en estudio fueron las diferentes dosis de biochar (T1: 10t/ha, T2: 15t/ha, T3: 20t/ha y T4: testigo), el diseño estadístico utilizado fue: Bloques Completamente Randomizados, las evaluaciones fueron de acuerdo al desarrollo del cultivo. Los resultados fueron los siguientes: La mayor altura de planta fue de 21.500cm (T2) y el mayor promedio de hojas fue de 13.638 (T1), evaluados a 40 días, sin superar estadísticamente a los demás tratamientos; para el peso promedio de cabezas a los 110 días, el T2 con 627.133g supero estadísticamente a los demás tratamientos; en resultados de análisis de suelos, se evidencia efectos con la mayor dosis de aplicación, teniendo una disminución en la densidad aparente de 0.035Mg/m3, incremento en el porcentaje de porosidad 2.545%, el pH se incrementa en 0.566, la conductividad eléctrica se incrementó en 0.152dS/m, la materia orgánica incremento su contenido en 22.175%, el contenido de Fósforo total se incrementó en 16.174%; la CIC se incrementó en 9.435%. Por lo cual se concluye que el biochar se constituye como un mejorador de suelos.
Palabras claves: propiedades físicas del suelo, propiedades químicas del suelo, enmienda orgánica.
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I. INTRODUCCION
En el mundo se estima que 397 millones de hectáreas de cultivos (3,1 %) se pierden por las malas prácticas agrícolas y el uso excesivo de fertilizantes. Los suelos se deterioran rápidamente debido a la erosión, el agotamiento de nutrientes y la pérdida de carbono orgánico. Por este problema en la sierra del Perú se dejan de sembrar el 34 % de terrenos agrícolas (13 070 ha), en la costa el 50 % (19 308 ha) y en la selva 16% (6 274 ha), según INEI (2012).
El uso excesivo de fertilizantes granulados en la agricultura ocasiona la contaminación de aguas superficiales y subterráneas, acumulación de metales pesados y degradación física y química del suelo como: salinidad, baja tasa de intercambio catiónico, compactación, baja tasa de infiltración, alta tasa de escorrentía, erosión acelerada, y modificación del pH, afectando el óptimo desarrollo y productividad de los cultivos. La aplicación de enmiendas orgánicas (compost, humus, bocashi, gallinaza, entre otros), que aumentan las fracciones lábiles del suelo, tienen un efecto de corta duración debido a que son fácilmente metabolizables por los microorganismos, requiriendo constantes aplicaciones.
En el 2017 el Ministerio de Agricultura y Riego en coordinación con sus organismos públicos dan a conocer el programa “reducción de la degradación de suelos agrarios 0089”, lo cual está contribuyendo en el incremento de la productividad, competitividad, sostenibilidad e inclusión en seguridad alimentaria del país. Para ello se implementó difusión de campañas informativas orientadas a la aptitud del suelo, información agroclimática, suelos, y uso adecuado de los productos químicos (fertilizantes). El uso de tierras de acuerdo a su capacidad de uso mayor, la incorporación de abonos orgánicos, uso de rastrojos y restos de cosechas, rotación y asociaciones de cultivos permiten contrarrestar la degradación del suelo.
Por esta razón se propone el uso del biochar en la agricultura, cuyas ventajas frente a otras enmiendas orgánicas permiten la adsorción de metales pesados (Cu, Fe, Pb), el incremento de: retención hídrica, contenido de carbono, actividad biológica benéfica, la tasa de capacidad de intercambio catiónico, es fuente de nutrientes de lenta liberación, evita la lixiviación de nutrientes, neutraliza el pH, reduce la incidencia enfermedades, es recalcitrante en el tiempo (duración mayor a diez años) e incrementa la materia orgánica en el suelo por todo ello el biochar es considerado como mejorador del suelo.
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Por esta razón se realizó el trabajo de investigación con los siguientes objetivos:
a) Evaluar la influencia de aplicación del biochar en el cultivo de Lechuga var.
Great Lakes 659.
b) Evaluar el efecto en las propiedades físicas y químicas del suelo después de la aplicación de biochar.
c)
Determinar la producción del cultivo de Lechuga var. Great Lakes 659.15
II. REVISION DE LITERATURA 2.1. ANTECEDENTES DE LA INVESTIGACION
Carter et al. (2013), en su publicación “El impacto de la aplicación de biochar en las propiedades del suelo y la planta. Crecimiento de lechuga en maceta (Lactuca sativa) y col (Brassica chinensis)” evaluaron un experimento de macetas durante el ciclo de tres cultivos (lechuga – col - lechuga) en Camboya (Tailandia), el biochar utilizado fue producto de la gasificación de la cascara de arroz, las tasas de aplicación de biochar fueron de 25, 50 y 150 g/kg con y sin fertilizantes disponibles localmente, el biochar utilizado fue ligeramente alcalino (pH 7.79), y contenía cationes intercambiables (K, Ca y Mg). En los resultados finales se encontraron que el biochar aumenta la biomasa final, la biomasa de la raíz, la altura de planta y la cantidad de hojas en todos los ciclos del cultivo en comparación con los tratamientos sin biochar. La densidad aparente del suelo se redujo en aproximadamente un tercio con la adición de biochar de 150 g/kg. La adición de biochar aumentó el pH promedio, el incremento fue de 1,2 unidades, después de la adición de 150 g/kg de biochar al suelo. En conclusión, se respalda la hipótesis de que la adición del biochar de cáscara de arroz al suelo puede ser de uso adecuado para la producción de hortalizas.
2.2. BASES TEORICAS 2.2.1. EL SUELO
Conjunto de cuerpos naturales, que poseen materia viva, capaz de soportar el crecimiento de las plantas, es un recurso de renovación lenta, según Plaster (2005). Para Porta et al. (2008), es un sistema abierto, dinámico y al ser un medio poroso está constituido por tres fases: solida, liquida y gaseosa, que interaccionan entre sí.
Según Brady (1984), es una colección de cuerpos naturales desarrollados en el material mineral y orgánico no consolidado en la superficie inmediata de la tierra que sirve como medio natural para el crecimiento de plantas y que posee propiedades debido a los efectos del clima y la materia viva que actúan sobre el material original, según lo condicionado por la topografía, durante un período de tiempo.
16 2.2.2. PROPIEDADES FISICAS DEL SUELO
Según Plaster (2005), son características que pueden observarse a simple vista, estas propiedades afectan principalmente al cultivo durante su desarrollo. Para Brady (1984), físicamente, un suelo es una mezcla porosa de partículas inorgánicas, materia orgánica en descomposición, aire y agua.
La persistencia de las propiedades físicas a lo largo del tiempo hace que se condicionen más el comportamiento, funciones y usos de un suelo en sus propiedades químicas, siendo más difícil la corrección de sus defectos, en caso de llegar a degradarse no resultara fácil su rehabilitación, según Porta et al.
(2008). Estas características son responsables del buen desarrollo de las plantas, para que exista un medio óptimo para el crecimiento de las plantas debe darse una interacción dinámica entre las características físicas, químicas y biológicas del suelo, de acuerdo a Ramírez (1997).
2.2.2.1. Textura del suelo
Según Plaster (2005), la textura del suelo determina la proporción de los tamaños de partícula (arena, limo y arcilla), esta propiedad es la que más influencia presenta sobre la capacidad de retención de agua y la aireación.
Para Ramírez (1997), la velocidad de infiltración del agua, la facilidad del laboreo del suelo y el drenaje también dependen de esta.
Fracciones del suelo de acuerdo a Plaster (2005):
La arena: es la fracción del suelo más grande, compuesta por cuarzo meteorizados, son visibles al tacto, su presencia en el suelo crea grandes poros que facilita la infiltración del agua y dificulta la retención de esta y nutrientes.
El limo: fracción del suelo de tamaño mediano, estas partículas son suaves, retiene la mayor cantidad de agua a diferencia de la arena.
La arcilla: fracción del suelo más pequeña, es como una lámina de cristal, resulta de la meteorización química de los minerales, estos pueden adherir nutrientes a su superficie que más adelante son aprovechados por las plantas.
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a. Clasificación de las partículas del suelo
Según Casanova (2005), se han desarrollado varios sistemas de clasificación, y el más usado en la ciencia del suelo es la clasificación del Departamento de Agricultura de los Estados Unidos (USDA). De acuerdo a este sistema, la fracción arena se subdivide en 5 fracciones, que van desde la arena muy gruesa hasta la arena muy fina.
b. Clases texturales
Según Plaster (2005), la combinación y proporción exacta de las tres fracciones se denomina textura del suelo. Para casanova (2005), el contenido de estas fracciones minerales permite clasificarlos texturalmente usando el triángulo textural, existen doce clases texturales que son representados por tres grupos de suelos. De acuerdo a Casanova (2005) tenemos:
Arenosos: el contenido de arena está por encima del 70%, en este grupo se encuentran las texturas arenosas y areno-francosa.
Arcillosos: los suelos de este grupo presentan de 35 - 40% de arcilla. En este grupo ubicamos las texturas arcillo-arenoso, arcillo-limoso y arcillosas.
Francos: este grupo seria definido como un suelo ideal, porque los suelos de importancia agrícola pertenecen a este grupo.
c. Análisis textural
Según Zavaleta (1992), la textura del suelo se determina por procedimiento llamado tamaño de partículas esto se desarrolla en laboratorios. El objetivo es determinar el porcentaje de las fracciones sólidas, el método del hidrómetro está basado en el asiento continuo de la mezcla según transcurre el tiempo; con el hidrómetro se toman 2 lecturas, primero a los cuarenta minutos del cual de determina la cantidad de limo y arcilla (en gramos). Del peso inicial se sustrae la lectura a los 40 segundos y da los gramos de arena.
La segunda lectura es 2 horas después que precisa la cantidad de arcilla y la diferencia es limo.
18 d. Triangulo textural
Según Plaster (2005), las doce clases texturales se muestran en la figura (1), cada lado representa el porcentaje de una fracción del suelo, la clase más grande es el suelo de arcilla.
Figura 1: Triangulo textural (USDA).
Fuente: Azabache (2015).
2.2.2.2. Densidad del suelo
Según Brady (1984), la densidad de las partículas sólidas es expresada en relación a su peso, esto se define como el peso del volumen de sólidos del suelo que es llamado densidad de partículas (Dp). En el sistema métrico, la densidad de partículas generalmente se expresa en términos de Mg/m3. Por ende, si 1 m3 de sólidos del suelo pesa 2.6 Mg, la Dp es 2.6 Mg/m3.
a. Densidad de partícula:
Es el peso del suelo sin la presencia de espacios porosos, la densidad de partícula de un suelo de arena de cuarzo es la misma que la densidad de un bloque solido de cuarzo (2,65 g/cm3), según Plaster (2005).
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Tabla 1: Densidad de partícula de los minerales del suelo.
Minerales Densidad de Partícula
Ortoclasa 2.5 a 2.6
Plagioclasa 2.6 a 2.76
Muscovita 2.76 a 3.0
Biotita 3.0
Fierro y aluminio 2.6 a 2.7
Cuarzo 2.5 a 2.8
Limonita 3.4 a 4.0
Hematita 5.1 a 5.20
Caolín 2.5
Fuente: Zavaleta (1992).
b. Densidad aparente (Dap):
Está determinada por el volumen de los sólidos del suelo y de los espacios porosos, según Brady (1984). Para Zavaleta (1992), es la relación del peso (suelo seco en estufa incluyendo su porosidad) y volumen, la densidad de los suelos cultivados varía desde 1 hasta 1,9. La Dap se utiliza para calcular el porcentaje de porosidad y la cantidad de retención hídrica.
c. El espacio poroso
Según Zavaleta (1992), el área que permanece en medio de las partículas son llamados espacios porosos y en condiciones de campo están contenidos de aire y agua, esta varía de acuerdo a la textura, estructura y contenido de materia orgánica.
Determinación del espacio poroso
Puede ser calculado por la siguiente formula:
% de espacio poroso = ( )
20 2.2.2.3. Color del suelo
Según Casanova (2005), es la cualidad física que influencia el incremento o perdida de energía radiante en el suelo, con esta propiedad podemos estimar características como: la cantidad de materia orgánica, la productividad del suelo, el drenaje y el grado de evolución del suelo.
Asimismo, la presencia de compuestos de hierro y materia orgánica tiende a cubrir las partículas primarias y determina colores característicos como rojo en el caso de hierro o negro en la materia orgánica. La materia orgánica mineralizada cubre las partículas del suelo tanto que un 5% puede darle una tonalidad oscura.
a. Descripción del color del suelo
Según Casanova (2005), se creó un sistema ordenado para la descripción del color del suelo denominado Munsell. Denominado por 3 dimensiones: Hue (matiz), Value (luminosidad) y Chroma (pureza).
Según Munsell (1994), las notaciones son:
La notación de HUE (matiz) indica su relación con rojo, amarillo, verde, azul y púrpura, la abreviatura de la letra del color es R con respecto a rojo, YR para el amarillo-rojo, Y en relación a amarillo, precedido por la numeración del 0 al 10.
La notación de VALUE (luminosidad) indica su ligereza; consiste en números de 0 a 10 (negro a blanco). Así, un color de valor 5 está visualmente a medio camino entre el blanco absoluto y el negro absoluto.
La notación de CHROMA (pureza) indica su fuerza, consiste en números que comienzan en 0 para grises neutros y aumentan en intervalos iguales a un máximo de aproximadamente 20, que nunca es suelo.
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Figura 2: Tabla Munsell.
Fuente: Munsell (1994).
2.2.3. MATERIA ORGANICA
Para Plaster (2005), la materia orgánica es la porción del suelo que incluye desechos de animales y restos de material vegetal en diversos estados de descomposición. Según Casanova (2005), las plantas son la principal fuente de materia orgánica. Las copas y raíces de los árboles, arbustos pastos y otras plantas nativas suministran anualmente grandes cantidades de residuos orgánicos. Una parte de las plantas cultivadas (un tercio de las cimas y todas las raíces) se quedan en el suelo y se convierten en parte de los horizontes subyacentes por infiltración o por incorporación física real. El tejido vegetal superior es la fuente principal para los organismos del suelo y de la materia orgánica, que es esencial en la formación del suelo, de acuerdo a Brady (1984).
Para Bot y Benites (2005), la adición continua de residuos de plantas en descomposición a la superficie del suelo contribuye a la actividad biológica y al proceso de ciclo del carbono en el suelo.
Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), la materia orgánica contiene alrededor del 5% de N total, se encuentra formando parte de compuestos orgánicos y no está disponible. La materia orgánica también está
22
contenida de nutrientes como P, Mg Ca, S y micronutrientes. La descomposición de esta libera nutrientes, sin embargo, puede ser inmovilizado durante el proceso.
2.2.3.1. Composición de residuos vegetales
Según Brady (1984), el contenido de humedad de los residuos vegetales varía del 60 al 90%, compuesta principalmente C y O, los cuales predominan la mayor parte del tejido orgánico en el suelo.
Según Plaster (2005), está compuesta por compuestos que abarcan carbono que forman el armazón donde se adhieren el hidrogeno, oxigeno, nitrógeno y azufre, los cuales constituyen compuestos orgánicos.
- Carbohidratos: Según Brady (1984), están compuestos principalmente de carbono, hidrogeno y oxígeno. Para Plaster (2005), son cadenas largas de azucares simples, se incorporan al suelo en el tejido de las plantas y troncos de árboles, se descompone en dióxido de carbono y agua.
- Lignina: Según Plaster (2005), son moléculas complejas que resisten a la descomposición, estos compuestos originan la mayor cantidad de humus en el suelo. Los principales componentes son el carbono, hidrógeno y oxígeno, de acuerdo a Brady (1984).
- Proteína: Según Brady (1984), Contiene carbono, hidrógeno y oxígeno, pero también nitrógeno y pequeñas cantidades de azufre y fósforo. Por su parte Plaster (2005), menciona que es parte del humus por suministrar nitrógeno.
2.2.3.2. Proceso de descomposición
Según Brady (1984), cuando se agrega tejido orgánico al suelo se producen tres reacciones generales:
- La mayor parte del material sufre oxidación enzimática con dióxido de carbono, agua, energía y calor como los principales productos.
- Los elementos esenciales: nitrógeno, fósforo y azufre son liberados y / o inmovilizados por una serie de reacciones específicas relativamente únicas para cada elemento.
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- Los compuestos resistentes a la acción microbiana se forman mediante modificación de compuestos en el tejido vegetal original o mediante síntesis microbiana.
Según Bot y Benites (2005), el remanente de las plantas herbáceas comprenden complejos de carbono originados en las paredes celulares (celulosa, hemicelulosa, etc.). Las cadenas de carbono, con cada átomo de carbono unido a otros carbonos, forman la "columna vertebral" de las moléculas orgánicas. Estos con oxígeno de cantidad variable, unido a H, N, P y S, son la base de azúcares y aminoácidos simples y de cadenas o anillos de carbono. Los productos químicos simples son fácilmente consumidos por los organismos y permanecen poco tiempo en el suelo, las resinas y ceras son más difíciles de descomponer.
Según Plaster (2005), la descomposición puede ser interpretada en dos pasos: Véase que el carbono y el hidrogeno de la materia orgánica han sido oxidados.
Materia orgánica + 02 C02 + H20 + humus
Los materiales orgánicos del suelo son digeridos por la flora microbiana y se da la liberación de C02. Las secuencias de carbono se fraccionan en otras pequeñas, sus átomos adheridos se dividen y forman compuestos simples, alguno de ellos reacciona y se convierten en composiciones complejas que son inflexibles a la disección húmica.
Humus + 02 C02 + H20
Durante la segunda etapa el humus se descompone muy lentamente. Los suelos con buen drenaje pierden un aproximado de 3 por ciento de su humus al año por la oxidación. Como es de esperarse de las reacciones, en las condiciones limitadas de oxígeno se reduce este proceso y ocasiona una acumulación.
Según Brady (1984), el humus es una combinación bastante compacta de elementos amorfos de color marrón oscuro, modificadas de los tejidos originales o sintetizadas por los diversos organismos del suelo.
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2.2.3.3. Factores que determinan el contenido de materia orgánica
Según Porta et al. (2003), la vegetación determina la cantidad y calidad de biomasa que se aporta anualmente, el clima condiciona el grado de actividad microbiana, en zonas frías el material orgánico se acumula y en zonas de trópico la mineralización es muy rápida. La presencia de microorganismos interviene en la alteración de esta haciendo que se desarrolle con mayor facilidad. Un déficit en el drenaje del suelo genera la acumulación de materia orgánica, los suelos arcillosos tienden a poseer mayores contenidos de materia orgánica por su alta capacidad de retención de agua y nutrientes.
2.2.3.4. Funciones de la materia orgánica
Según Porta et al. (2008), las funciones de la materia orgánica vienen condicionado por el tipo y cantidad, por lo cual esta es un indicativo de la vitalidad del suelo.
En las propiedades físicas: según Porta et al., (2008), interviene en la estabilidad de la estructura, porosidad, aireación y almacenamiento de agua (retiene cinco veces más agua en peso que los minerales de arcilla). Para Plaster (2005), genera la agrupación de los agregados del suelo y sustancias pegajosas, esta agregación mejora el laboreo y permeabilidad del suelo. Y para Porta et al., (2003), previene los procesos erosivos.
En las propiedades químicas: Según Porta et al. (2008), permite la interacción de los cationes presentes en el agua del suelo (intercambio catiónico), amortigua los cambios de pH. Para Plaster (2005), actúa como una reserva principal de nutrientes del suelo y tiende a ser su mayor beneficio en suelos arenosos. Asimismo, Brady (1984), menciona que nitrógeno, fósforo, azufre y los micronutrientes se encuentran en formas orgánicas.
En las propiedades biológicas: Según Porta et al. (2008), llega a ser un dotador de energía metabólica en la fauna del suelo. Con su mineralización se liberan macronutrientes: nitrógeno, fósforo y azufre, así como micronutrientes, pero al biodegradarse libera vitaminas y aminoácidos, que ayuda en la resiliencia del ecosistema.
25 2.2.4. PROPIEDADES QUIMICAS
2.2.4.1. Fertilidad del Suelo
Según Mcgrath y Penn (2014), se refiere a la conducción de nutrimentos esenciales que son necesarios en el crecimiento de las plantas. Para Plaster (2005), el suelo es un almacén de nutrientes, guardados de diferentes formas, este incluye: la porción de nutrimentos contenidos el suelo, su protección frente al lavado y sus reservas.
Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), la fertilidad es un fragmento del sistema dinámico, los nutrimentos pueden ser exportados constantemente por animales y plantas, algunos se pierden por erosión o lixiviación, pero también pueden ser retenidos como el fosforo y potasio.
a. Nutrientes de la planta
De acuerdo a POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), se conocen 16 nutrientes esenciales en el desarrollo de las plantas, se dividen en 2 grupos: los minerales que son los primarios (N, K y P), secundarios (Ca, Mg y S) y micronutrientes (B, Cl, Cu, Fe, Mn, Mo y Zn) y no minerales (H, O y C, disponibles en el agua y la atmosfera).
b. Coloides del suelo y retención de iones
De acuerdo a POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), los coloides de arcillas son cristales agrupados en placas, y es el causantere de la actividad química en el suelo. Para Plaster (2005), cada fragmento de arcilla atrae a los cationes de la solución suelo. Se denomina ion a todo elemento químico cargado eléctricamente, si posee carga positiva se denomina catión, con carga negativa se denomina anión.
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Tabla 2: Cationes comunes en el suelo.
Catión Símbolo Químico Forma Iónica
Potasio K K+
Sodio Na Na+
hidrogeno H H+
Calcio Ca Ca++
magnesio Mg Mg++
Fuente: POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997).
Tabla 3: Aniones comunes en el suelo.
Anión Símbolo Químico Forma Iónica
Cloruro Cl Cl-
Nitrato N NO-3
Sulfato S SO=4
Fosfato P H2PO-4
Fuente: POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997).
Los coloides con carga negativa ganan cationes y los mantiene adheridos, esto explica el por qué el nitrato es fácilmente lixiviado en comparación al amonio, por su carga negativa se queda como ion libre sin ser retenido, según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997).
2.2.4.2. Capacidad de Intercambio Catiónico
De acuerdo a POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), es la capacidad del suelo en adherir y sustituir cationes; la energia de atracción varía de acuerdo al catión. Para Honorato (2000), es la propiedad vinculada a la arcilla, limo y a la parte coloidal del suelo, para lo cual tenemos:
- Iones intercambiables: pueden ser intercambiados en función de soluciones con concentraciones y pH estandarizados.
- Iones no intercambiables: son iones que se encuentran en lugares poco accesibles y ligados químicamente a otros compuestos.
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Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), cuanto más elevado este la CIC se puede retener mayor número de cationes, esta característica se sujeta al número, tipo de arcilla y materia orgánica.
a. El porcentaje de saturación de bases
Plaster (2005), refiere que, expresa la cantidad de fertilidad potencial.
Estos proceden de la meteorización de minerales, mineralización de la materia orgánica, son considerados los más importantes, a pH neutro o alcalino el porcentaje de saturación es cercano a 100% y a medida que reduce ocurre lo contrario, según Honorato (2000).
2.2.4.3. FOSFORO DEL SUELO
POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997) lo refiere como, nutrimento fundamental en el desarrollo de las plantas, insustituible por otro elemento, juega un rol sustancial en la fotosíntesis, respiración, división y el crecimiento celular.
Según Plaster (2005), promueve el crecimiento y formación de raíces, incrementa la eficiencia de captura de nitrógeno, ayuda en la utilización correcta del agua por las plantas, aumenta el aguante a temperaturas bajo cero; por lo cual su deficiencia podría ser una limitante de la producción.
a. Fuentes y cantidades de Fosforo en el suelo
De acuerdo a POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), menciona que la cubierta superficial de suelos agrícolas abarca hasta 3000 kg de P/ha, la mayor parte no está disponible, por lo general menos del 4 kg/ha está disponible. Las formas de P soluble está disponible a pH 6 y 7.
Asimismo, Plaster (2005), afirma que, del 25 al 90% del fosforo se encuentra en la materia orgánica, el fosforo no puede ser lixiviado como los nitratos, este llega a perderse por escorrentía y su absorción depende de ciertas características: pH de 6.5 a 6.8, alta difusión en suelos húmedos, necesita del
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oxígeno para la descomposición de los fosfatos orgánicos; su deficiencia impide el desarrollo y genera manchas purpuras en las hojas viejas.
b. Factores que afectan la disponibilidad del fosforo
Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), tenemos:
- Cantidad y tipo de arcilla: los suelos que contienen arcillas amorfas (alófana, imogolita) y complejos de humicos fijan más P que otros suelos. De igual manera lo hacen, la caolinita, los óxidos e hidróxidos de Fe y Al.
- Aireación: la falta de oxígeno reduce la descomposición de materia orgánica que es fuente de P.
- Compactación: disminuye los espacios porosos y por ende la aireación se ve limitada, reduciendo la absorción de P y el desarrollo de la planta.
- Humedad: el exceso de agua, limita el oxígeno lo cual hace lenta la absorción de P.
c. Determinación de Fosforo
Extracción de P con NaHCO3 (Olsen), según Bazán (2017) Principio:
La determinación del P reside en la extracción del P por medio de una solución extractiva (normalmente sales de ácidos débiles). Este método aplica una solución extractora de NaHCO3; 0,5 M, pH 8,5.
Se asenta en la determinación cuantitativa del P obtenido por la solución extractante, en forma colorimétrica. Los métodos del azul de molibdeno son los más sensitivos por lo tanto los más usados para extractos de suelos que comprenden pequeñas porciones de P. Estos métodos se justifican en el principio de que, en una solución ácida de molibdato, conteniendo iones ortofosfato, se forma un complejo de fosfomolibdato que puede ser reducido por ácido ascórbico y otros reductores, para dar un color azul de molibdato.
La intensidad de color varía por la cantidad de P. La intensidad es cuantificada en forma colorimétrica. Esta técnica tiene mejor eficiencia de respuestas en suelos neutros y alcalinos.
29 Materiales y Equipos:
- Frascos de 100 a 125 ml.
- Pipeta volumétrica de 3 ml.
- Pipeta volumétrica de 10 ml.
- Espectrofotómetro.
- Agitador múltiple.
- Balanza analítica.
Reactivos:
- Bicarbonato de sodio (NaHCO3) pH 8,5: Pesar 42 g de bicarbonato de sodio, disolver en agua destilada, antes de hacer volumen, ajustar el pH a 8.5 con NaOH y completar a un litro.
- Carbón activado lavado: Previamente lavado con la solución de bicarbonato de sodio para liberar el posible contenido de fósforo.
- Solución de molibdato de amonio: Disolver 1 g de molibdato de amonio en agua destilada. Agregar 0.024 g de tartrato de antimonio y potasio. Añadir 16 ml de ácido sulfúrico con mucho cuidado. Completar a un litro con agua destilada. Guardar en un frasco de color oscuro.
- Ácido ascórbico (reductor): Ácido ascórbico para análisis químico.
- Solución de Trabajo: A un litro de solución de molibdato de amonio, agregar 1 g de ácido ascórbico (no guardar más de 24 horas).
- Solución standard de 500 ppm de P.
Procedimiento:
- Pesar 2 g. de suelo (TFSA) en un frasco de 100 o 125 ml.
- Hacer un blanco de referencia.
- Agregar igual cantidad de carbón lavado.
- Agregar 20 ml de la solución extractora de bicarbonato de sodio (NaHCO3).
- Mover durante 30 minutos mecánicamente.
- Filtrar usando un papel filtro Whatman N°. 42.
- Del filtrado tomar un alícuota de 3 ml.
- Agregar 10 ml de la solución de trabajo. (sulfomolibdica reactivo de desarrollo de color que contiene el agente reductor).
- Dejar en reposo 30 minutos para que desarrolle el color azul.
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- Hacer la lectura en el espectrofotómetro, usando una longitud de onda de 660 nm y se anota el porcentaje de transmitancia.
Figura 3: Curva estándar.
Fuente: Bazán (2017).
Ecuación de la curva de P:
Y = a + bX a = 97,36 y b = -80,39
Conociendo Y = T, se puede determinar fácilmente la concentración de P en ppm de cualquier muestra de suelo.
Se utiliza la curva de calibración, donde se lee la concentración de fósforo en la solución:
Lectura de P ppm en la curva = (T – a) / b Donde:
T = Porcentaje de transmitancia.
a = Valor en que la recta de calibración intercepta el eje Y.
b = Pendiente de la recta de calibración.
2.2.4.4. CONDUCTIVIDAD ELECTRICA (salinidad).
Según Villa et al. (2006) la problemática de la salinidad se incrementa desmesuradamente a consecuencia de un mal manejo hídrico y al uso excesivo de fertilizantes, citado por Martínez et al. (2011).
Según Honorato (2000), el contenido total de sales se mide de la concentración de la pasta saturada de un suelo, esta se expresa en dS/m. Las
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sales varían en tipo y cantidad, la mayoría son solubles en agua, entre ellos resaltan los compuestos de cloro y sulfato (Na, Mg, Ca) carbonatos y bicarbonatos.
De acuerdo a Nieto et al. (2016) es la medida de la capacidad de los materiales de conducir corriente eléctrica y se relacionada con el contenido de sales disueltas y el potencial de disponibilidad de nutrientes en un sustrato.
2.2.4.5. pH DEL SUELO
Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), la progresión del pH abarca de 0 a 14. siendo 7.0 neutro. Aquellos que descienden de 7.0 son ácidos, pero los que están por encima son básicos. El pH del suelo mide la actividad de los iones H y se expresa en términos logarítmicos. Para Plaster (2005), el suelo no alcanza el máximo ni el mínimo valor de pH, siendo 3.5 el suelo más ácido y 10.5 el más alcalino. Y este describe la acidez o alcalinidad del suelo.
a. Factores que afectan el pH
Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), los siguientes factores influyen en el cambio de pH del suelo.
- Profundidad del suelo: por lo general la concentración de sales se incrementa a medida que avanza la profundidad del suelo.
- Precipitación: las lluvias lavan los nutrimentos de Ca y Mg, ocasionando un descenso en el pH del suelo
- Disección del material orgánico: estos son desintegrados constantemente por la fauna del suelo, llegando a formar el ácido carbónico que reacciona con los carbonatos Ca y Mg. Posteriormente se forman los bicarbonatos que son solubles y fácilmente lixiviados.
- Siembra de cultivos: la extracción de bases por los cultivos genera acidez del suelo.
Asimismo, Plaster (2005), muchos elementos del suelo cambian al producirse reacciones, el fosforo a pH por debajo de 5,8 reacciona con el
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hierro, formando un compuesto de hierro insoluble; por encima de 6,0 el fosforo se encuentra libre y está disponible para las plantas.
b. Como se mide el pH
Existen 2 métodos determinados para determinar la escala del pH del suelo, los cuales son: la cinta indicadora y el potenciómetro (pHmetro).
Según POTASH Y PHOSPHATE INSTITUTE (1997), la cinta indicadora es usado en campo para hacer un análisis rápido. Pero el procedimiento más fidedigno y aprobado es del potenciómetro que es utilizado en laboratorios de análisis de suelos.
2.2.5. BIOCHAR 2.2.5.1. Definición
Verheijen et al. (2010), define al biochar como: carbón vegetal que se ha pirolizado en un ambiente con oxígeno reducido, es el carbón vegetal que se aplica a suelos agrícolas. Escalante et al. (2016), señala que el biochar es el producto de la combustión incompleta de materiales orgánicos, con limitado suministro de oxígeno (pirolisis), a una temperatura inferior a 700ºC, y que es destinado al uso agrícola. La International Biochar Initiative o IBI (2012) en su “Standardized Product Definition and Product Testing Guidelines for Biochar that is Used in Soil”, define al biocarbón como “un material sólido obtenido de una conversión termoquímica de biomasa en un ambiente limitado de oxígeno”.
Según Lehmann (2007), el biochar es producto de la pirolisis, en el suelo, se demostró que el biochar persiste por más tiempo y retiene los cationes mejor que otros tipos de materia orgánica del suelo. Sin embargo, aún se discute la vida media precisa del biochar.
33 2.2.5.2. Proceso de obtención
a. Materia prima:
Según Verheijen et al. (2010), es un elemento orgánico que se produce a través de una pirolisis de biomasa basada en Carbono. Se han propuesto diferentes materiales como fuente de fabricación entre ellos resaltan las maderas, los restos de cultivo y abonos, pero la suficiencia de cada fuente requiere de una serie de factores químicos, físicos y ambientales.
Para Escalante et al. (2016), la materia prima más utilizada en la producción de biochar son todo tipo de material vegetal seco, restos de papeles, restos de frutas y verduras.
Asimismo, Lehmann y Joseph (2009), resaltan los estiércoles de animales, por su parte Brick (2010), añadió a esta lista a algas y cama de aves. En México se elaboró biochar del aserrín, residuos de la industrialización de la caña de azúcar, restos de ciperáceas, y cascara de café, reportado por Escalante et al. (2016).
b. Pirolisis:
Según Verheijen et al. (2010), este proceso es la desintegración química de materiales orgánicos por acción del calor sin presencia de oxígeno. La pirolisis ocurre a altas temperaturas por encima de 300 °C aproximadamente.
Un incremento de temperatura durante la pirolisis genera la polimerización de los componentes de la materia prima.
Czernik y Bridgwater (2004), mencionan que, la pirolisis produce un subproducto sólido rico en carbono denominado biochar, bajo la exclusión total o parcial del oxígeno, la biomasa se calienta a temperaturas entre 400 y 500 °C aproximadamente (Pirolisis a baja temperatura), a estas temperaturas, la biomasa experimenta procesos exotérmicos y libera una multitud de componentes gaseosos además del calor, citado por Lehmann (2007).
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Figura 4: Proceso de obtención del biochar (pirolisis).
Fuente: Lehmann (2007).
- Pirolisis lenta: Según Sadaka (2007), se caracteriza por las pausas en el calentamiento de la biomasa, la temperatura permanece alrededor de 500
°C. Para Gheorghe et al. (2009), aquí se daría la mayor producción de biochar, citado por Escalante et al., (2016). Según Brewer et al. (2012), el objetivo de la pirolisis lenta es la producción de carbón sólido con alto contenido de carbono.
- Pirolisis rápida: Según Czernik y Bridgwater (2004), la temperatura permanece alrededor de 550°C, los productos que se obtienen son los bioaceites. De acuerdo a Novak et al. (2009), los biochares producidos a altas temperaturas de pirolisis dan como resultado biochares con carga superficial baja pero alto en contenido de cenizas y valores de pH, mientras mayor sea la temperatura de pirolisis se obtendrá poco material utilizable.
2.2.5.3. Propiedades físicas y químicas del biochar
Según Olmo (2016), las cualidades del biocarbon tienen la aptitud de optimizar las características físicas y químicas del suelo, e incrementar utilidad de las plantas, además contribuye en el rapto de carbono, por ende, es una nueva estrategia para luchar contra el cambio climático.
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Asimismo (Olmo, 2016; Shareef y Zhao, 2017), mencionan que, las propiedades físicas y químicas del biochar varían dependiendo del tipo de biomasa (materia prima) que se calienta y las condiciones del método de pirolisis utilizada durante su producción.
De acuerdo a Asai et al. (2009), tiene un elevado contenido de C recalcitrante, la mayor parte se encuentra condensado en anillos aromáticos.
Lo cual le confiere una resistencia a la descomposición microbiana.
Asimismo, Shareef y Zhao (2017), mencionan que el biochar presenta valores elevados de pH los cuales son superiores a 9, y la densidad que posee es extremadamente baja y por ende es altamente porosa.
Según Lehmann y Joseph (2009), el biochar es un material poroso, poco denso y caracterizado por su elevada área superficial específica. La porosidad del biochar se clasifica en 3: microporos (diámetro interno <
2nm), mesoporos (diámetro interior <50nm) y macroporos (diámetro interno
>50nm), la micro porosidad (< 2nm) es la causante de la elevada área superficial y la gran capacidad de adsorción que presenta, estos son los encargados de aeración, hidrología y movimiento de las raíces, según Oses (2013).
Tabla 4: Propiedades químicas del Biochar.
BIOCHAR
Carbono (%) 83,8 Cu (mg/kg) 13,5
Nitrógeno (%) 0,51 Zn (mg/kg) 67,8
P (g/kg) 1,58 Fe (mg/kg) 2531,5
Ca (g/kg) 18,81 Mn (mg/kg) 196,1
Mg (g/kg) 1,92 Cd (mg/kg) 0,15
Na (g/kg) 0,81 Pb (mg/kg) 0,0
K (g/kg) 12,18 Cr (mg/kg) 79,9
Al (g/kg) 2,07 Ni (mg/kg) 32,6
Fuente: Oses (2013).
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2.2.6. GENERALIDADES DEL CULTIVO DE LECHUGA
2.2.6.1. Origen
Según Núcleo Ambiental S.A.S. (2015), la lechuga (Lactuca sativa L.), es oriunda de la cuenca del Mediterráneo, sin embargo, algunos autores afirman que esta proviene de la India o de Asia Central.
2.2.6.2. Clasificación taxonómica
Según Strasburger et al. (1986), la lechuga pertenece:
- Reino : Eucariota
- División : Magnoliophyta - Clase : Magnoliatae - Sub clase : Rosidae - Super orden : Asteranae - Orden : Asterales - Familia : Asteraceae
- Género : Lactuca
- Especie : sativa
- Nombre científico : Lactuca sativa L.
- Variedad great lakes 659
Según Saavedra et al. (2017), esta variedad representa a aquellas que desarrollan cabeza, encontrándose 2 tipos: las denominadas Iceberg, que producen un cogollo compacto y las Batavias, que desarrollan uno menos compacto los cuales son pequeñas y de formas irregulares. Durante su desarrollo la planta pasa de roseta a alargamiento de las hojas, pero cada incremento en número de hojas el grosor de la planta aumenta, de tal manera que se vuelve más ancha, cuando el desarrollo alcanza de 10 a 12 hojas, estas empiezan a encorvarse envolviendo las hojas interiores, lo cual lleva a formar una cabeza esférica. Las hojas continúan creciendo dentro de este
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envoltorio, llenándose hasta que alcance la madurez comercial. Si esta no es cosechada a tiempo entra en estado reproductivo, emitiendo el tallo floral.
2.2.6.3. Morfología
Según Núcleo Ambiental S.A.S. (2015), la lechuga (Lactuca sativa L.) es una hortaliza que posee hojas sueltas y acogolladas, con las siguientes características: según Sánchez (2009), la lechuga es una planta autógama que presenta raíz del tipo pivotante que llega a alcanzar los 30 cm de profundidad; tallo corto que se compone de las hojas a manera de rosetas, estas varían en color, forma y textura de acuerdo a la variedad; las hojas son basales y ordenadas en forma de un espiral, son de forma ovalada, ramificadas, crespas y lisas; citado por Núcleo Ambiental S.A.S. (2015).
2.2.6.4. Condiciones agroclimáticas
a. Clima
Según Japón (1977), la lechuga es una planta que se adapta a diversos climas. La T° adecuada de crecimiento fluctúa dentro de los 15 - 20 °C.
Cuando las temperaturas descienden de los 6°C se sienten efectos foliares, además no hay desarrollo de raíces, las plantas soportan altas y bajas temperaturas. Asimismo, Eda (2009) refiere que, para un crecimiento óptimo es necesario que las temperaturas en la fase de crecimiento se mantengan entre 20 y 24°C, las temperaturas por debajo de 15°C generan inducción floral.
b. Suelo
Según Eda (2009), la lechuga se desarrolla en suelos francos con muy buen drenaje puesto que las raíces de esta especie tienen un sistema radicular sensible al exceso de agua. El pH óptimo varía entre 5,5 y 6,5. Según Ureña y Campoverde (2010), la lechuga se desarrolla mejor en suelos bien drenados y cantidades elevadas de material orgánico, además es flexible a
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pH bajos y moderadamente flexible a la presencia de sales, citado por Núcleo Ambiental S.A.S. (2015).
c. Agua
Según Olmo et al. (1998), la dotación de agua es la causante más influyente en la producción de lechuga, la deficiencia genera una reducción en el crecimiento, se manifiesta el necrosamiento y susceptibilidad a hongos (botrytis) y como resultado, una escasa producción; mientras que su abundancia induce a la asfixia radicular y por ende cabezas pequeñas y blandas. Según Cerdas y Montero (2004), el déficit de agua se refleja en la pérdida de firmeza, turgencia y deterioro de la apariencia en la hoja, estas pierden su apariencia fresca y tiendes a la marchitez, citado por La Rosa (2015).
2.2.6.5. Labores culturales a. Siembra
Según Kuepper, Bachmann, y Thomas (2004), la propagación de lechuga es realizada mediante semilla, para su germinación se hace uso de bandejas con alveolos, donde las plántulas se desarrollan sobre sustratos. Por cada alveolo se coloca 1 a 2 semillas con 4 mm de hondura, se cubre y se le aporta la humedad suficiente entorno a 80%, la temperatura de germinación debe oscilar de 15 a 18°C. La estancia en el semillero fluctúa de 30 a 50 dias, citado por Núcleo Ambiental S.A.S. (2015).
b. Preparación de terreno y trasplante
Según Sánchez (2009), la preparación del suelo debe realizarse 30 días antes de trasplante. Se rotura el suelo con arado de cincel a una hondura de 0.3 m, con el objetivo de soltar la tierra y exhibir los huevos y lavas de insectos.
Proseguido a ello se nivela el terreno y se elaboran los surcos. Es
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recomendable la desinfección si se detectaron agentes fungosos, citado por Núcleo Ambiental S.A.S. (2015).
El trasplante de las lechugas suele hacerse de forma manual, según Rodríguez y Santana (2011), los distanciamientos dependen del clima, condiciones del suelo y de la variedad. El distanciamiento de las hileras depende del cultivar, siendo el más apto 0.80 a 1.00 m y 0.30 m entre plantas, citado por La Rosa (2015).
c. Mantenimiento del cultivo
Según Salinas (2013), a fin de efectuar el monitoreo conveniente de malas hiervas y airear el suelo se efectua el rascadillo que consiste en la remoción del suelo, esta actividad debe realizarse a los 30 días del trasplante. Posterior a ello se realiza el primer aporque el cual fija la planta al suelo, según Montesdeoca (2008), citado por Núcleo Ambiental S.A.S. (2015).
d. Riego
Según Eda (2009), es uno de los causantes de mayor importancia en el crecimiento, para un buen desarrollo radicular es necesario que el suelo no solo cuente con agua si no también con aire; el agua en el suelo está en 3 etapas: cuando hay lluvia abundante o riego profundo el suelo se encuentra saturado; al paso de los días este exceso se pierde por la gravedad y los macro poros se quedan vacíos y ocupados de aire, mientras que los microporos se encuentran embebidos, en este punto las partículas sólidas están en su máxima retentiva hídrica y es la señal óptima de los cultivos, puesto que el aire y agua son aprovechados fácilmente; a medida que el agua se reduzca de los micro poros se hace más difícil su absorción y la planta gasta más energía, esto se conoce como punto de marchitez permanente.
e. Cosecha
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Después de 3 meses del trasplante se realiza la cosecha, para ello se debe tomar en cuenta ciertos parámetros: La altura (promedio de 30 cm), debe estar libre de daños mecánicos y daños por plagas y enfermedades, no debe haber inducción floral. Las cabezas inmaduras tienen mucho mejor sabor que las maduras, según Eda (2009).
f. Almacenamiento
Según Eda (2009), para que esta se conserve fresca y dure por más tiempo se debe almacenar en un ambiente que cuente con T° de 0 y una HR mayor que el 95%. Esta especie es muy susceptible al etileno, por lo cual no es recomendable almacenarlas junto a frutas que produzcan etileno.
La lechuga es muy sensible al etileno, por esta razón no es recomendable almacenarla con frutas, la eliminación de las hojas externas y el enfriamiento, reducen el desarrollo de pudriciones.
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III. MATERIALES Y METODOS 3.1. LUGAR DE EJECUCIÓN
El presente trabajo de investigación se realizó en condiciones de campo, en el distrito de San Agustín de Cajas, Provincia de Huancayo, región Junín.
3.1.1. Ubicación política
Distrito : San Agustín de Cajas Provincia : Huancayo
Región : Junín 3.1.2. Ubicación geográfica
Altitud : 3250 msnm Latitud : 11°58′26″
Longitud : 75°15′12″
3.2. ANÁLISIS DE SUELO
Se admitieron 13 ejemplares de un área general de 180 m2, la muestra inicial fue de todo el terreno (zigzag), mientras que las muestras restantes corresponden a los tratamientos y repeticiones después de la cosecha del cultivo, estas fueron tomadas a la altura de la raíz de la planta. La forma del muestreo fue en zigzag.
Se obtuvo 1 kilo de muestra por cada tratamiento y repetición, se realizó el secado de las muestras y se tamizo con un tamiz de 2mm de diámetro para su posterior análisis en el laboratorio de “Análisis de suelos, plantas y aguas” de la Facultad de Agronomía, de la Universidad Nacional del Centro del Perú.
Tabla 5: Análisis del suelo inicial. Muestra de suelo de Cajas.
VALORES INTERPRETACION
Textura
Arena 33.84 Arcilla 30.72 Limo 35.44
%
%
%
Franco arcillosa
Dap. 1.163 Mg/m3 --
Porosidad 56.121 % Alta
